یک پپتید جدید نترین-1-به‌دست‌آمده، محافظت در برابر مرگ عصبی را افزایش می‌دهد و خونریزی داخل مغزی را در موش‌ها کاهش می‌دهد، قسمت 3

گروه های درمانی سالین، TAT یا TE1 (محلول در سالین) به موش ها 2 بعد از ICH و هر روز به مدت 5 روز با تزریق داخل صفاقی با حجم کل 0.1 میلی لیتر در هر حیوان داده شد. پپتیدها به صورت کور در دوزهای mg/kg 12 داده شدند.

سالین فیزیولوژیکی یک بافر فیزیولوژیکی رایج است که به طور گسترده در آزمایش های پزشکی و بیولوژیکی استفاده می شود. اما آیا می دانستید؟ سالین فیزیولوژیکی نیز می تواند حافظه ما را بهبود بخشد!

اول از همه، سالین فیزیولوژیک نقش مهمی در عملکرد طبیعی سلول ها دارد. این می تواند فشار اسمزی سلولی طبیعی را حفظ کند و مورفولوژی و عملکرد طبیعی سلول ها را حفظ کند. در مغز، تعداد زیادی از سلول های عصبی به نمک فیزیولوژیک به عنوان یک ماده اساسی نیاز دارند و مکمل نمک فیزیولوژیکی می تواند عملکرد طبیعی سلول های مغز را بهبود بخشد، اکسیژن و مواد مغذی کافی برای مغز فراهم کند و مغز را سالم تر کند.

ثانیاً، سالین فیزیولوژیکی می‌تواند انتقال سیگنال بین نورون‌های مغز را تقویت کرده و توانایی یادگیری مغز را افزایش دهد. مطالعات نشان داده است که در فرآیند یادگیری تکلیفی، تزریق سالین فیزیولوژیک می تواند به میزان قابل توجهی اثر یادگیری فراگیران را بهبود بخشد و وضعیت عاطفی فراگیران را بهبود بخشد، اضطراب یادگیری و استرس را کاهش دهد. در عین حال، سالین فیزیولوژیکی همچنین می تواند تعداد نورون ها و پیچیدگی نورون ها را در هیپوکامپ افزایش دهد که به شکل گیری و حفظ حافظه کمک می کند.

علاوه بر این، سالین فیزیولوژیک می تواند محیط متابولیک مغز را بهبود بخشد و اثرات مضر مختلف مانند آسیب، ضایعات، ایسکمی و هیپوکسی را بر روی مغز کاهش دهد. اینها عواملی هستند که می توانند به مغز آسیب برسانند و تزریق سالین فیزیولوژیک می تواند توانایی مقابله مغز را افزایش داده و آسیب آن را کاهش دهد و در نتیجه حافظه و توانایی تفکر مغز را بهبود بخشد.

به طور کلی، سالین یک ماده ایده آل برای بهبود حافظه است. این می تواند اثرات مثبت متعددی بر مغز داشته باشد، از جمله افزایش تعداد و پیچیدگی نورون ها، بهبود محیط متابولیک و ارتقای انتقال سیگنال بین نورون ها. بنابراین، هنگامی که ما نیاز به بهبود حافظه خود داریم، ممکن است تزریق سالین را نیز در نظر بگیریم تا محافظت و پشتیبانی بهتری از مغزمان فراهم کنیم. مشاهده می شود که ما باید حافظه خود را تقویت کنیم و سیستانچ می تواند حافظه ما را به میزان قابل توجهی بهبود بخشد زیرا می تواند تعادل انتقال دهنده های عصبی مانند افزایش سطح استیل کولین و فاکتورهای رشد را که برای حافظه و یادگیری بسیار مهم هستند، تنظیم کند. علاوه بر این، سیستانچ همچنین می تواند جریان خون را بهبود بخشد و اکسیژن رسانی را بهبود بخشد، که می تواند اطمینان حاصل کند که مغز تغذیه و انرژی کافی را دریافت می کند و در نتیجه نشاط و استقامت مغز را بهبود می بخشد.

روی روش هایی برای بهبود حافظه خود کلیک کنید

4.13. مدل موش ICH القا شده با کلاژناز

تزریق کلاژناز معمولاً برای القای ICH استفاده می شود [60]. موش های نر C57BL/6 (8 تا 12 هفتگی) با ایزوفلوران (2 تا 5 درصد) بیهوش شدند و روی یک قاب استریوتاکسی قرار گرفتند.

در طول عمل، دمای بدن هر حیوان با یک پتوی هومیوترمیک در 37 ◦C حفظ شد. با استفاده از ابزار استریوتاکسی (Ruiwode Life ScienceCo., Ltd., Shenzhen, China) و یک سرنگ (Hamilton Company, Reno, NV, USA), 0.3 µLof collagenase (0).{12 }}45 IU؛ Sigma-Aldrich، سنت لوئیس، MO، ایالات متحده آمریکا) به مخطط سمت راست تزریق شد (AP: +0.2 میلی متر؛ ML: -2.3 میلی متر؛ DV: -3.5 میلی متر) با سرعت جریان: 0.1 میکرولیتر در دقیقه

در مجموع 0.3 میکرولیتر سالین به حیوانات کنترل تزریق شد. تمام اعمال جراحی در شرایط آسپتیک انجام شد. در این مطالعه از بیش از 66 موش نر استفاده شد و حیوانات قبل از هر آزمایش به طور تصادفی در گروه‌هایی قرار گرفتند [57].

4.14. تحلیل رفتاری

تجزیه و تحلیل رفتاری عصبی موش‌ها پس از تشکیل هماتوم مغزی با آزمایش حذف نوار چسب [61] و تست سیلندر [60] شناسایی شد. آزمایش حذف باریکه چسب با قرار دادن نوار چسب بر روی ناحیه کاشت هر پنجه جلویی (راست و چپ) موش انجام شد.

هر موش در یک قفس جدید قرار داده شد.

از زمانی که نوار چسب زده شد تا زمانی که ماوس با موفقیت آن را برداشت، برای هر پنجه ضبط شد. حداکثر 300 ثانیه برای هر پنجه مجاز بود. بین آزمایش‌ها، حیوانات در قفس خانگی خود در یک مرکز عاری از بیماری‌زا قرار گرفتند.

آزمایش سیلندر با قرار دادن ماوس در یک استوانه شیشه ای شفاف اکریلیک (قطر: 8 سانتی متر، ارتفاع: 25 سانتی متر) در مقابل 2 آینه و یک دوربین به مدت 5 دقیقه انجام شد. دوربین به صورت مرکزی در مقابل 2 آینه و سیلندر قرار داده شد تا یک فیلم بهینه به دست آید.

برای ارزیابی استفاده مستقل از اندام جلویی، (1) توانایی موش ها برای تماس با دیواره سیلندر با یک اندام جلویی در طول پرورش کامل و (2) توانایی موش ها برای فرود آمدن تنها با یک اندام جلویی روی زمین پس از پرورش کامل مورد ارزیابی قرار گرفت. حداقل 20 نقطه تماس برای هر اندام جلویی با استفاده از حرکت آهسته شمارش شد.

برای تجزیه و تحلیل پایه قبل از جراحی، آزمایش دو بار برای هر موش با یک ساعت استراحت بین کارآزمایی‌ها انجام شد. پای جلویی به صورت نسبت استفاده از اندام جلویی مستقل از سمت راست به چپ بیان می شود.

4.15. تجزیه و تحلیل حجم هماتوم

برای تعیین اینکه آیا درمان ها حجم هماتوم را کاهش می دهد، موش ها 5 روز پس از ICH قربانی شدند. مغزها برداشته شدند و در اکتبر منجمد شدند. بخش های تاج به ضخامت 30 میکرومتر برش داده شدند و مستقیماً روی لام های شیشه ای قرار گرفتند. برای تعیین کمیت حجم هماتوم، بخش‌ها در سطوح تاج استاندارد شده دیجیتالی شدند.

کورکور کانتورها و هماتوم را در نیمکره چپ و راست در هر بخش اندازه‌گیری کرد. حجم و تورم هماتوم با استفاده از ImageJ (NIH) اندازه‌گیری و محاسبه شد.

حداقل 5 مغز در هر گروه تحت اندازه‌گیری هماتوم قرار گرفتند و حجم هماتوم در سراسر مغز اندازه‌گیری شد.

4.16. رنگ آمیزی فلورو جید C

تخریب عصبی در موش‌ها به دنبال ICH ناشی از کلاژناز با رنگ‌آمیزی با کیت رنگ‌آمیزی آماده برای رقیق شدن فلوئورو جید C (TR{4}}FJT، Biosensis، Thebarton، استرالیا) طبق پروتکل سازنده ارزیابی شد [62].

به طور خلاصه، موش‌های کنترل و موش‌های ICH (± ip پپتید) 5 روز پس از مدل‌سازی قربانی شدند و مغزها طبق پروتکل مورد استفاده برای آزمایش ایمونوسیتوشیمی پردازش شدند.

مقاطع مغزی شناور به مدت 5 دقیقه در محلول هیدروکسید سدیم 1 درصد غوطه ور شدند، به مدت 2 دقیقه در اتانول 70 درصد شستشو داده شدند و سپس به مدت 2 دقیقه در آب مقطر شستشو داده شدند. سپس قطعات شناور به مدت 10 دقیقه در محلول پرمنگنات پتاسیم 06/0 درصد (KMnO4 در آب مقطر) غوطه ور شدند.

مقاطع با ddH2O قبل از غوطه ور شدن در محلول رنگ آمیزی Fluoro-jade 0.0001% (Fluoro-jade C در آب مقطر) به مدت 20 دقیقه با تکان دادن ملایم در تاریکی غوطه ور شدند.

بخش ها با ddH2O شسته شدند، بر روی لام های پوشش داده شده نصب شدند و در دمای اتاق یک شب در تاریکی خشک شدند. رنگ آمیزی فلوئورو جید C در ناحیه پری هماتومی با استفاده از میکروسکوپ کانفوکال زایس LSM 880 مورد بررسی قرار گرفت. کمی سازی رنگ آمیزی فلورو یشم با استفاده از نرم افزار ImageJ انجام شد.

4.17. ایمونوفلورسانس بافتی

رنگ آمیزی ایمونوفلورسانس بافت با استفاده از یک سری مقاطع با ضخامت 30- میکرومتر انجام شد. بخش‌ها با آنتی‌بادی‌های اولیه زیر انکوبه شدند: آنتی‌بادی‌های antiNeuN موشی (1:500، میلی‌پور، MAB377، بیلریکا، MA، ایالات متحده آمریکا) یا آنتی‌بادی‌های ضد GFAP موش (1:200، SigmaAldrich، G3893، سنت لوئیس، MO، ایالات متحده آمریکا) در 4 ◦C یک شب. پس از شستشو با PBS، بخش‌ها با آنتی‌بادی ضد موش خر کونژوگه 488-الکسا فلور (1:1000; Invitrogen, A21202, Carlsbad, CA, USA) انکوبه شدند.

4.18. سنجش تونل

برای شناسایی سلول‌های آپوپتوز با تکه تکه شدن DNA هسته‌ای در ناحیه پری هماتومی مغز، از یک روش پایانی نشان‌گذاری دئوکسی‌اوریدین تری فسفات (dUTP) ترانسفراز پایانی دئوکسی نوکلئوتیدیل استفاده شد.

رنگ آمیزی با استفاده از کیت سنجش آپوپتوز تجاری تک مرحله ای TUNEL (Beyotime, C1090, Nanjing, China) و طبق دستورالعمل سازنده انجام شد. پس از ایمونوفلورسانس بافتی، واکنش TUNEL انجام شد.

مقاطع مغزی با مخلوط واکنش TUNEL (1 ساعت در دمای 37 درجه سانتیگراد) انکوبه شدند و سپس بخش‌ها با PBS شسته شدند و با DAPI رنگ‌آمیزی شدند. هم‌محلی‌سازی رنگ‌آمیزی NeuN-TUNEL با استفاده از میکروسکوپ کانفوکال زایس LSM 880 مورد بررسی قرار گرفت.

نورون‌های TUNEL مثبت (NeuN مثبت) در ناحیه پری هماتومی داخل جسم مخطط با استفاده از نرم‌افزار ImageJ بر روی سه عکس مختلف به ازای هر موش در زیر یک هدف 20X اندازه‌گیری شدند. محلول‌سازی رنگ‌آمیزی GFAP-TUNEL مشابه رنگ‌آمیزی NeuN-TUNEL بود.

4.19. سنجش نفوذپذیری سد خونی مغزی In Vivo

در Vivo، سنجش نفوذپذیری سد خونی مغز همانطور که قبلاً توضیح داده شد [63-65] انجام شد. به طور خلاصه، موش‌های کنترل و موش‌های ICH (±ip پپتید) به صورت داخل صفاقی با دکستران 4 کیلو دالتون (100 میکرولیتر از استوک 2 میلی‌مولار در PBS، Sigma Aldrich، 46944-100 MG-F، سنت لوئیس، MO، ایالات متحده آمریکا) با برچسب FITC تزریق شدند. پس از مدل سازی 5 روز، به دنبال آن بیهوشی 5 دقیقه.

پس از یک زمان گردش خون 10 دقیقه برای ردیاب، حیوانات برای پرفیوژن ترانس کاردیال آماده شدند و ~ 300 میکرولیتر خون از حفره قفسه سینه بلافاصله پس از سوراخ دهلیزی جمع آوری شد و به دنبال آن پرفیوژن به مدت 3 دقیقه با PBS انجام شد. همی‌برین (عاری از لوب‌های بویایی، مخچه و مغز عقب) و یک کلیه جمع‌آوری شد و بلافاصله نیتروژن مایع منجمد شد و در دمای -80 درجه سانتیگراد ذخیره شد.

برای اندازه‌گیری فلورسانس، نمونه‌ها یخ ذوب شدند، وزن شدند و در PBS (400 میکرولیتر برای همی سربروم و 600 میکرولیتر برای کلیه) همگن شدند و سپس سانتریفیوژ به مدت 20 دقیقه در دمای 4 درجه سانتی‌گراد و 15، 000× گرم انجام شد.

مایع رویی (100 میکرولیتر)، و همچنین حجم مساوی از سرم (1/5 رقت در PBS)، در یک صفحه سیاه چاهی بارگذاری شد و فلورسانس در تحریک متناظر (490 نانومتر)/انتشار (520 نانومتر) اندازه‌گیری شد. ) در یک صفحه خوان (Tecan، Männedorf، سوئیس). از حیوانات شم (بدون تزریق ردیابی) برای تفریق مقادیر اتوفلورسانس استفاده شد. شاخص نفوذپذیری (mL/g) به عنوان نسبت RFUs بافت بر گرم وزن بافت به سرم RFUs/ml سرم محاسبه شد.

4.20. رنگ آمیزی لکتین فلورسنت

برای تجسم رگ‌های کوچک مغز، ما از لکتین Lycopersicon esculentum conjugated-fluorescein (1:200, Vector Laboratories, FL-1171, Burlingame, CA, USA) برای غوطه‌ور کردن بخش‌ها به مدت 1 ساعت استفاده کردیم.

بخش ها بر روی یک میکروسکوپ کانفوکال زایس LSM 880 زیر یک شی 20× تصویربرداری شدند و تصاویر با تنظیم گاما 1.3 پردازش شدند. سه تصویر از 3 ناحیه از پیش تعیین شده در ناحیه پری هماتومی تاجی مغز پرحیوانی گرفته شد. نقاط انشعاب رگ در هر مغز توسط یک محقق نابینا اندازه‌گیری شد. یک نقطه انشعاب به عنوان یک رگ منفرد با برچسب فلورسین تعریف شد که به طور قابل توجهی به 2 مسیر رگ مجزا و مجزا از هم جدا می شود [66].

4.21. تجزیه و تحلیل آماری

تمام مراحل آزمایشی کور انجام شد و 3 بار به طور مستقل همانطور که قبلا توضیح داده شد [67] انجام شد. داده‌ها به‌عنوان میانگین ± SEM ارائه می‌شوند. تجزیه و تحلیل آماری با استفاده از آنالیز واریانس یک‌طرفه، آنالیز واریانس دوطرفه و آزمون Student'st، در صورت لزوم، با استفاده از GraphPad Prism v7 (GraphPad Software Inc., San Diego, CA, USA) انجام شد. ) و نرم افزار SPSS نسخه 20.0 (SPSS, Inc., Chicago, IL, USA).

پارامترهای آماری را می توان در افسانه های شکل مربوطه یافت. معنی‌داری آماری در *p < {{0}} تنظیم شد.05; ** p < 0.01; *** p < 0.001; **** p < 0.0001.]

5. نتیجه گیری

دامنه EGF3 Netrin-1 برای تعامل Netrin-1 با DCC بسیار مهم است و می‌تواند مسیرهای سیگنالینگ مختلف را فعال کند. پپتید کوتاه شده E1 نترین (بقایای 407-422) با DCC تعامل می کند تا از نورون ها در برابر سمیت ناشی از هیمین محافظت کند.

کاربرد پپتید E1 بازیابی عملکردی را در یک مدل تجربی ICH بهبود می بخشد. علاوه بر این، پپتید E1 می‌تواند از نورون‌ها در برابر دژنراسیون و آپوپتوز پس از ICH محافظت کند.

مشارکت نویسنده: Conceptualization، LL، Z.-XH و X.-JZ. روش، LL، K.-JL andJ.-BC. اعتبارسنجی H.-LY و X.-XH. تحقیق، X.-JZ; مدیریت داده، JY; منابع LL andZ.-XH; نوشتن LL، Z.-XH و X.-JZ. نظارت، Z.-XH، X.-JZ; کسب بودجه، Z.-XHand X.-JZ همه نویسندگان نسخه منتشر شده نسخه خطی را خوانده و با آن موافقت کرده اند.

بودجه: این تحقیق توسط بنیاد ملی علوم طبیعی چین (31671065و 32071018)، طرح توسعه علم و فناوری استان جیلین (202520YY01017404) تامین شده است.

بیانیه هیئت بررسی نهادی: همه رویه‌ها توسط کمیته مراقبت و استفاده از حیوانات سازمانی دانشگاه عادی شمال شرقی (NENU/IACUC، AP2016200299) تأیید شد. استانداردهای ملی جمهوری خلق چین (GB/T 35892–2018)، راهنمای آزمایشگاهی حیوانات برای بررسی اخلاقی رفاه حیوانات، راهنمایی برای مراقبت از حیوانات و پروتکل‌های ما بود.

بیانیه رضایت آگاهانه: قابل اجرا نیست.

قدردانی: این کار توسط بنیاد ملی علوم طبیعی چین (31671065 و 32071018) و طرح توسعه علم و فناوری استان جیلین (202520YY01017404) حمایت شده است.

تضاد منافع: نویسندگان هیچ گونه تضاد منافع را اعلام نمی کنند. تامین کنندگان مالی هیچ نقشی در طراحی مطالعه نداشتند. در جمع آوری، تجزیه و تحلیل یا تفسیر داده ها؛ در نوشتن دست‌نوشته، یا تصمیم به انتشار نتایج.

مراجع

1. Kirshner, HS مدیریت پزشکی خونریزی داخل مغزی: بازگشت به اصول. بین المللی جی. کلین. تمرین کنید. 2008, 62, 521-522. [CrossRef] [PubMed]

2. اندرسون، CS; هیلی، ای. هوانگ، ی. وانگ، جی. استاپف، سی. دلکورت، سی. لیندلی، آر. رابینسون، تی. لاوادوس، پ. نیل، بی. و همکاران کاهش سریع فشار خون در بیماران مبتلا به خونریزی حاد داخل مغزی. N. Engl. جی. مد. 2013، 368، 2355-2365. [CrossRef][PubMed]

3. قریشی، ع. مندلو، AD; هانلی، DF خونریزی داخل مغزی. Lancet (Land. Engl.) 2009, 373, 1632-1644. [CrossRef]

4. Keep, RF; هوآ، ی. Xi، G. خونریزی داخل مغزی: مکانیسم های آسیب و اهداف درمانی. Lancet Neurol. 2012، 11720-731. [CrossRef]

5. شراگ، م. Kirshner, H. مدیریت خونریزی داخل مغزی: سمینار تمرکز JACC. J. Am. Coll. کاردیول. 2020، 75، 1819–1831. [CrossRef] [PubMed]

6. کنداسامی، ر. ادریس، ز. عبدالله، JM جراحی خونریزی داخل مغزی. در روش های جراحی عصبی عروقی برای بیماری های عصبی- عروقی; جولای، J.، Wahjoepramono، EJ، ویرایش. Springer: سنگاپور، 2019؛ ص 201-210.7. بروتون،

7. Broughton, BR; رویتنز، دی سی. Sobey، مکانیسم های آپوپتوز CG پس از ایسکمی مغزی. سکته مغزی 2009، 40، e331–e339. [CrossRef][PubMed]

8. کریستیانسن، م. Graversen, JH; یاکوبسن، سی. سونه، او. هافمن، اچ جی; قانون، SK; Moestrup، SK شناسایی گیرنده لاشخور هموگلوبین. طبیعت 2001، 409، 198-201. [CrossRef]

9. مدنگرلی، ن. بونزاک، اف. داساری، ر. Sukumari-Ramesh، S. خونریزی داخل مغزی: اجزای خون و سمیت عصبی. Brain Sci. 2019، 9، 316. [CrossRef]

10. دینر، ام اس; کندی، تی. فاضلی، ع. سرافینی، تی. تسیر-لاوین، ام. Sretavan، DW Netrin{2}} و DCC هدایت آکسون را به صورت موضعی در دیسک بینایی واسطه می کنند: از دست دادن عملکرد منجر به هیپوپلازی عصب بینایی می شود. نورون 1997، 19، 575-589. [CrossRef]

11. کندی، تی. سرافینی، تی. de la Torre، JR; Tessier-Lavigne، M. Netrins فاکتورهای کموتروپیک قابل انتشار برای آکسون‌های commissural طناب نخاعی جنینی هستند. سلول 1994، 78، 425-435. [CrossRef]

12. فلورس، سی. نقش نترین-1 در سازماندهی و عملکرد سیستم دوپامین مزوکورتیکولیمبیک. J. Psychiatry Neurosci. Jpn.2011, 36, 296-310. [CrossRef]

For more information:1950477648nn@gmail.com