جمعیت سلول های T CD8 و CD4 در کلیه های انسان

edmund.chen@wecistanche.com

خلاصه:زمینه و هدف: در نقاط مرزی و در اندام‌های داخلی، سلول‌های T حافظه مقیم بافت (TRM) به سد ایمنی در برابر عوامل بیماری‌زا مانند ویروس‌ها، باکتری‌ها، قارچ‌ها و سرطان کمک می‌کنند. با این حال، اطلاعات در مورد حضور و عملکرد این سلول ها در کلیه انسان اندک است. به منظور درک بهتر دفاع ایمنی با واسطه سلول T در این اندام، هدف ما تعیین جنبه های فنوتیپی و عملکردی سلول های CD8 و CD4 T موجود در سالم و آلوگرافت است.کلیه بافت. روش‌ها: با استفاده از هم‌سیتومتری چند کاناله، فنوتیپ و عملکرد سلول‌های T را در نمونه‌های بافت سالم کلیه (n=5) وکلیهبافت آلوگرافت (n=7) و مقایسه این جنبه‌ها با سلول‌های T در خون محیطی از افراد سالم (n=13). نتایج:کلیهنمونه های بافت حاوی مقادیر قابل توجهی از سلول های CD8 و CD4 T بودند. برخلاف سلول های در حال گردش،کلیهسلول های T اغلب CD69 و CD103 را بیان می کردند و اغلب به طور فعال در حال چرخش بودند. علاوه بر این، تقریباً همهکلیهسلول های T CXCR3 را بیان می کنند و اغلب CXCR6 را در مقایسه با سلول های T در گردش خون بیان می کنند. بطور مشخص،کلیهسلول‌های T مقادیر بیشتری IFN نسبت به سلول‌های در حال گردش تولید می‌کنند و اغلب چند عملکردی بودند. نتیجه‌گیری: سلول‌های T عملکردی با ویژگی‌های مشخصه TRM در انسان وجود دارندکلیهبافت ها این سلول ها اغلب به طور فعال در حال چرخش هستند و اغلب CXCR3 و CXCR6 را بیان می کنند.

کلید واژه ها:لنفوسیت های ساکن بافت؛ سلول های T؛ CD8; CD4; CD69; CD103; کلیه; آلوگرافت

سیستانچ بیماری کلیوی/کلیوی را بهبود می بخشد

1. مقدمهسلول‌های T حافظه مقیم (TRM) در بافت‌ها باقی می‌مانند تا یک دفاع موضعی طولانی‌مدت در برابر پاتوژن‌ها ایجاد کنند. برخلاف سلول‌های T در حال گردش، جمعیت TRM را نمی‌توان در خون محیطی تشخیص داد و با توجه به فنوتیپ، عملکرد و متابولیسم آنها با جمعیت سلول‌های T در حال گردش تفاوت قابل‌توجهی دارد [1]. در واقع، با توجه به این واقعیت که سیستم‌های اندام‌های مختلف، مانند ریه‌ها، در معرض بارهای بالاتری از پاتوژن‌های مختلف نسبت به گردش خون، که عموماً از دنیای خارج جدا شده‌اند، تعجب‌آور نیست [2].حفظ بافت TkM برای سال‌ها ادامه دارد و با مکانیسم‌هایی که محور Sphingosine-1-فسفات گیرنده1 (S1PR1)-sphingosine 1-phosphate (SP1) را درگیر می‌کند، انجام می‌شود. S1PR1 گیرنده‌ای است که توسط سلول‌های T بیان می‌شود که خروج از اندام‌های لنفاوی ثانویه را پس از اتصال به مولکول سیگنال‌دهنده زیست فعال SP1، که یک واسطه مهم قاچاق سلول T است، واسطه می‌کند. این محور را می توان توسط CD69، یک لکتین نوع c متصل به غشاء که با بیان S1PR1 مخالفت می کند، قطع می شود، بنابراین احتباس را واسطه می کند. علاوه بر این، در موش‌ها بیان S1PR1 توسط فاکتور رونویسی Krüppel-like Factor 2 (KLF2) القا می‌شود، که مشخص شد در TRM تنظیم می‌شود و در نتیجه خروج لنفوسیت را مهار می‌کند [3]. به نوبه خود، نشان داده شد که کاهش KLF2 توسط همولوگ فاکتور رونویسی Blimpl در سلول‌های T (Hobit) انجام می‌شود، که به روشی خاص TpM در سلول‌های T موش بیان می‌شود [4]. علاوه بر این، برخی از TRM نیز CD103 (اینتگرین E) را بیان می کنند، به موجب آن TRM را می توان با استفاده از بیان CD69 و CD103 شناسایی کرد [1].

در حالی که دانش در مورد فنوتیپ و عملکرد TRM برای بافت‌های مختلف انسانی در حال افزایش است، اطلاعات کمی در مورد این جنبه‌ها درکلیه. در اینجا، سلول های T در معرض مجموعه مشخصی از پاتوژن ها مانند باکتری هایی که از دستگاه ادراری تحتانی بالا می روند و ویروس های رنوتروپیک مانند پلیوماویروس BK (BKPyV) قرار می گیرند. در واقع، اخیراً توضیح دادیم که چگونه کلیه‌های انسان حاوی زیرمجموعه‌ای از سلول‌های T هستند که CD69 و/یا CD103 را بیان می‌کنند، که در میان آن‌ها سلول‌های CD8 T وجود دارند که به طور خاص پروتئین‌های BKPyV ویریون پروتئین1 (VP1) و پروتئین آنتی ژن T بزرگ (LTAG) را هدف قرار می‌دهند [5]. ما و دیگران، همچنین حضور CD69/CD{7}}سلول‌های T ثابت مرتبط با مخاط (MAIT) را نشان دادیمکلیهبافت [6،7].

برای درک بهتر اینکه چه نوع سلول های T پاسخ ایمنی موضعی در این اندام را تشکیل می دهند، از فلوسیتومتری چند کانالی برای بررسی فنوتیپ و عملکرد آن استفاده کردیم.کلیهTRMهای جدا شده از اهداکنندهکلیهمواد دریافت کنندگان پیوند کلیه (RTRs) و از سالمکلیهبافت مجاور کارسینومای سلول شفاف کلیوی، برای دیدن اینکه چگونه این جمعیت ها با جمعیت سلول های T در گردش خون مقایسه می شوند.ما آن انسان را پیدا کردیمکلیهبافت دارای مقادیر قابل توجهی از سلول های CD4 و CD8 T است که فقط CD69، CD69 و CD103 یا هیچ یک از این نشانگرها را بیان نمی کنند. ما سلول‌های CD69-CD103- را در آن یافتیمکلیهبافت به طور قابل توجهی با سلول های T در گردش خون متفاوت است و ممکن است جمعیت TRM فاقد نشانگرهای TRM متعارف را نشان دهد. علاوه بر این، نشان می‌دهیم که سلول‌های T کلیه بیشتر به طور فعال در حال چرخش هستند، همانطور که با افزایش بیان Ki-67 در مقایسه با خون قضاوت می‌شود. ما همچنین دریافتیم که سلول های CD8 و CD4 T درکلیهبافت تقریباً همیشه CXCR3 را بیان می کند و اغلب CXCR6 را بیان می کند. این یافته‌ها نقش این گیرنده‌های کموکاینی را در جذب و نگهداری جمعیت سلول‌های T حافظه ساکن کلیه نشان می‌دهد.

2. مواد و روشها

2.1. بیماران و نمونه هانمونه‌ها از Biobank Renal Diseases از محل AMC UMC آمستردام به دست آمد. در این بیوبانک نمونه های بیمار از قبیل خون وکلیهبافت، از زندگی سالم جمع آوری و ذخیره می شوندکلیهاهداکنندگان و RTRهایی که قبل و بعد از پیوند کلیه پیگیری می شوند. این مطالعه بر اساس اصول مشخص شده در اعلامیه های هلسینکی و استانبول انجام شد و همه شرکت کنندگان قبل از ثبت نام در Biobank رضایت آگاهانه کتبی ارائه کردند. بعلاوه، بافت باقیمانده از بیمارانی که تحت نفرکتومی تومور (بافت کلیه دور از تومور) قرار گرفتند، توسط بخش پاتولوژی اهدا و در بیوبانک ذخیره شد. این بافت‌ها به‌طور ناشناس بر اساس کد رفتاری فدراسیون انجمن‌های علمی پزشکی هلند (بافت انسانی و تحقیقات پزشکی: کد رفتار برای استفاده مسئولانه، 2011 www.federa.org) پردازش شدند.

2.2. سلول های تک هسته ای خون محیطی (PBMCs)نمونه‌های خون از افراد سالم با سرم منفی سیتومگالوویروس (CMV) گرفته شد.کلیهاهداکنندگان قبل از جراحی، n= 13). ویژگی های شرکت کنندگان در این مطالعه در جدول 1 نشان داده شده است. PBMC ها با سانتریفیوژ گرادیان دانسیته استاندارد از خون هپارین سدیم جدا شده و متعاقباً تا روز آنالیز منجمد شدند.

2.3. بافت کلیهنمونه‌های بافت کلیه سالم (n {0}}) از کلیه‌هایی که به دلیل کارسینوم سلول کلیه (بافت غیر توموری دور از قطب مقابل کلیه) و پیوند کلیه با جراحی برداشته شدند (n{{1) تهیه شد. }}) از آلوگرافت های کلیوی کاشته شده پس از شکست پیوند به دست آمد. این نمونه ها به ترتیب به عنوان نمونه های کلیه سالم و پیوندی شناخته می شوند. برش های قشر کلیه با دستگاه خردکن بافت مک الواین (تد پلا، ردینگ، کالیفرنیا، ایالات متحده آمریکا) به مکعب های 1- میلی متری خرد شد، به لوله های 50 میلی لیتری منتقل شد و با PBS سرد شست و شو داده شد تا زمانی که خونی از بین نرود. به وضوح وجود داشت و مایع رویی واضح بود. محیط هضم از قبل گرم شده (37 درجه) اضافه شد، 40 میلی لیتر به ازای هر 10 گرم بافت (DNAse Type IV (50 KU/mL) (Sigma Aldrich، Zwiindrecht، هلند)، کلاژناز نوع IV (0.5 میلی گرم در میلی لیتر) (Worthington Biochemical، لیک‌وود، نیوجرسی، ایالات متحده آمریکا)، BSA (60 میلی‌گرم در میلی‌لیتر) (سیگما آلدریچ)، 20 واحد بر میلی‌لیتر سرم جنین گوساله (FCS، VWR International BV، آمستردام، هلند)، TRIS (0.025 M) (Merck BV، آمستردام، هلند)، پنی سیلین-استرپتومایسین (Biochrom GMBH، برلین، آلمان) در HBSS (Westburg BV، Leusden، هلند))، و در یک شیکر به مدت 20 دقیقه در دمای 37 درجه انکوبه شدند. سوسپانسیون گرم به یک لوله C (Miltenvi، Bergisch Gladbach، آلمان) منتقل شد و تحت برنامه M{18}}طحال_04.01 در GentleMacs (Miltenyi) قرار گرفت. محیط هضم با PBS سرد غیرفعال شد و سوسپانسیون سلولی حاصل از یک صافی سلولی عبور کرد تا یک سوسپانسیون تک سلولی به دست آید که طبق پروتکل سازنده (Lymphoprep، Abbott Diagnostics Technologies AS، اسلو، نروژ) تحت سانتریفیوژ گرادیان چگالی استاندارد قرار گرفت. ). سلول های تک هسته ای جدا شده (MNCs کلیه) بودندتا روز آنالیز در IMDM با 20 درصد FCS، 000036 v/v درصد - مرکاپتو اتانول، 5 درصد DMSO، پنی سیلین و استرپتومایسین به صورت انجماد نگهداری شد.

2.4. فلوسیتومتریاندازه گیری ها بر روی فلوسیتومتر LSRFortessa (BD Biosciences) انجام شد. برای هر نمونه، 2×106 PBMC یا 0.5×106 تا 10×106 MNC کلیه مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت. حجم هر واکنش رنگ آمیزی نسبت به تعداد سلول ها بود و غلظت آنتی بادی ثابت باقی ماند. سلول ها با آنتی بادی های سطحی (جدول S1) به مدت 30 دقیقه در دمای 4 درجه در تاریکی انکوبه شدند. سلول‌های مرده با استفاده از رنگ زنده ماندگار eFluor455UV (eBioscience Inc., Thermo Fisher Scientific, San Diego, CA, USA) حذف شدند. آنتی بادی های مونوکلونال با اهداف داخل سلولی (جدول تکمیلی S1) پس از تثبیت و نفوذپذیری سلول ها با استفاده از مجموعه رنگ آمیزی فاکس P3/Transcription Factor (eBioscience Inc.) اضافه شدند. روش‌های منتشر شده برای فلوسیتومتری و مرتب‌سازی سلولی برای اهداف ایمونولوژیکی دنبال شد [8]. استراتژی دروازه ای مورد استفاده برای تجزیه و تحلیل فنوتیپی را می توان در شکل S1 تکمیلی یافت. ما قبلا نشان داده ایم که هیچ یک از نشانگرهای تجزیه و تحلیل شده تحت تأثیر روش هضم مورد استفاده برای جداسازی MNCs کلیه قرار نگرفتند [7].

محدودیت‌های نمونه بافت منجر به حذف نمونه‌ها از پانل‌های پرده شد. تعداد سلول‌های CD3 به‌علاوه آنالیز شده در هر نمونه در PBMCs سالم، MNCs کلیه سالم و کلیه‌های TX را می‌توان در شکل S3 یافت. نمونه‌های MNC تنها زمانی مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند که حاوی بیش از 50 درصد سلول‌های زنده در لنفوسیت بودند، همانطور که توسط dve ارزیابی شد، و زیر مجموعه‌های سلول T مبتنی بر CD69/CD103 تنها زمانی مشخص می‌شوند که تعداد کل سلول‌های آنها از 50 بیشتر شود.

CISTANCHE نارسایی کلیه/کلیه را بهبود می بخشد

2.5. سنجش تحریکPBMC و MNC کلیه همانطور که قبلاً توضیح داده شد تحریک شدند [7،9]. PBMCs و MNCs کلیه در حضور DNAse I (200 KU/mL) ذوب شدند، شسته شدند و اجازه داده شد تا یک شبه در صفحات درمان نشده، ته گرد، 96-چاهی (Corning) در محیط کشت (RPMI تکمیل شده با) بهبود یابند. 10 درصد FCS و پنی سیلین-استرپتومایسین) در غلظت 20 × 106 / میلی لیتر (100 میکرولیتر / چاه).

صبح روز بعد، فوربول 12-میریستات 13-استات (PMA، 10 نانوگرم در میلی لیتر؛ سیگما آلدریچ) و یونومایسین (1 میکروگرم در میلی لیتر؛ سیگما آلدریچ) برای تحریک سلول ها اضافه شد. محیط کشت به تنهایی به عنوان کنترل منفی اضافه شد. همه انکوباسیون ها در محیط کشت در حضور CD28 (کلون 15E8؛ 2 میکروگرم در میلی لیتر)، CD29 (کلون TS 2/16؛ 1 میکروگرم در میلی لیتر)، برفلدین A (10 میکروگرم در میلی لیتر، Invitrogen) و GolgiStop (کلون) انجام شد. BD Biosciences) در حجم نهایی 200 uL به مدت 4 ساعت در دمای 37 درجه و 5 درصد CO2.

پس از آن، سلول ها به مدت 30 دقیقه با آنتی بادی های سطحی انکوبه شدند (جدول S2 تکمیلی). سلول‌های مرده با استفاده از رنگ زنده ماندگار eFluor780 حذف شدند (bioscience Inc., Thermo Fisher Scientific, San Diego, CA, USA). آنتی بادی های مونوکلونال برای رنگ آمیزی داخل سلولی (جدول S1) پس از تثبیت و نفوذپذیری سلول ها با استفاده از مجموعه واکنش سیتوفیکس/سیتوپرم (BD Biosciences) اضافه شد. سلول ها دو بار شسته و بر روی فلوسایتومتر LSRFortessa آنالیز شدند. استراتژی دروازه ای مورد استفاده در تحلیل عملکردی را می توان در شکل تکمیلی S2 یافت. برای تعیین چندعملکردی هر زیرمجموعه سلول T، میانگین تعداد توابع هر جمعیت با استفاده از فرمول زیر محاسبه شد:((درصد سلول های تولید کننده 1 سیتوکین]*1) به علاوه ([درصد سلول های تولید کننده 2 سیتوکین]*2) به علاوه ([درصد سلول‌های تولیدکننده 3 سیتوکین]*3) به علاوه ([درصد سلول‌هایی که 4 سیتوکین تولید می‌کنند]*4) به علاوه ([درصد سلول‌های تولیدکننده همه 5 سیتوکین]*5))/100.

2.6. تجزیه و تحلیل داده ها

داده ها با استفاده از FlowJo نسخه 10 (FlowJo، Ashland، OR، USA) تجزیه و تحلیل شد. همه نمودارها و شکل‌ها با استفاده از Graphpad Prism نسخه 8 ایجاد شدند.{2}} برای Windows (نرم‌افزار GraphPad, La Jolla, CA, USA). از همین برنامه برای تجزیه و تحلیل آماری داده ها نیز استفاده شد. برای تعیین اهمیت نمونه های جفت نشده از آزمون ناپارامتریک Mann-Whitney-U استفاده شد. برای مقایسه نمونه های زوجی از آزمون رتبه علامت دار ویلکاکسون استفاده شد. مقادیر p<0.05 were="" considered="" statistically="">

3. نتایج

3.1. بیان متمایز CD8 و/یا CD4 و نشانگرهای سکونت بافتی توسط سلول های T در بافت کلیه سالمابتدا، بیان CD4 و CD8 توسط سلول‌های T مثبت CD در خون محیطی را با سلول‌های شناسایی شده در بافت سالم کلیه مقایسه کردیم. سلول‌های T CD8 پلاس (CD8) به‌طور معنی‌داری بیشتر در بافت کلیه نسبت به خون ((متوسط) 25 درصد در مقابل 38 درصد) (شکل la) شناسایی شدند. در مقابل، CD4*CD{9} سلول های T (CD4) در فرکانس های بالاتری در خون نسبت به بافت کلیه شناسایی شدند ((70 درصد در مقابل 52 درصد) شکل la). به طور کلی، سلول‌های CD4 T در بافت سالم کلیه بیشتر از سلول‌های CD8 T دیده می‌شوند (شکل 1b).

سپس، بیان نشانگرهای محل سکونت بافت، CD69 و CD1{25}}3، در زیر مجموعه‌های سلول T تعریف‌شده CD8 و CD{4}}را بررسی کردیم. همانطور که انتظار می رفت، CD69 و CD1{27}}3 عملاً توسط سلول های خون محیطی بیان نشدند (شکل 1c). در بافت سالم، فنوتیپ های CD69-CD103-، CD69 plus CD103-، CD69tCD103 plus، و CD{14}}CD103 plus با 46 درصد، 45 درصد بیان شدند. 6.6 درصد و 1.8 درصد از سلول های CD8T، 61 درصد، 38 درصد، 0.44 درصد و 0.43 درصد از سلول های CD4T به ترتیب (شکل lc). در نتیجه، سلول های CD8، به ویژه CD4 T در تعداد قابل توجهی در بافت کلیه سالم انسان شناسایی شدند. علاوه بر این، بیان CD69 و CD103، نشانگرهای اقامت بافت، عمدتاً در بین سلول‌های T یافت شده در بافت سالم و نه در خون شناسایی شد.

3.2. الگوهای بیانی مختلف نشانگرهای متداول زیرمجموعه ای توسط سلول T در سلامت/توسط بافت کلیه

CD45RA، یک تیروزین فسفاتاز، CCR7، یک گیرنده کموکاین شناخته شده برای واسطه قاچاق سلول های T به اندام های لنفاوی ثانویه، و CD28 و CD27، هر دو گیرنده های تحریک کننده به شدت در فعال سازی سلول های T نقش دارند، همه نشانگرهایی هستند که به طور سنتی برای شناسایی زیرمجموعه های سلول T کاربردی استفاده می شوند. {53}}، 1 لیتر. ما می خواستیم بررسی کنیم که توزیع این زیر مجموعه ها در خون تا چه اندازه با توزیع در بافت کلیه متفاوت است. همانطور که انتظار می رفت، بزرگترین زیرمجموعه سلول های CD8 T شناسایی شده در گردش خون (یعنی آنهایی که بیشتر از یا مساوی 5 درصد کل جمعیت هستند) آنهایی بودند که دارای CD45RA به علاوه CCR7 به علاوه CD28 به علاوه CD27 پلاس (سلول های T ساده یا TN، ( میانه) 13 درصد)، CD45RA-CCR7 به علاوه CD28 به علاوه CD27 پلاس (Tcells با حافظه مرکزی یا TcM، 6 درصد)، CD45RA-CCR7-CD28 به علاوه CD27 پلاس (TEv1,30 درصد)، CD45RA-CCR7-CD28 به علاوه CD27-(Tau2,10 درصد)، CD45RA-CCR7-CD28-CD27*(TEy3,6 درصد) , CD45RA-CCR7-CD28-CD27-(TM4,6 درصد )و CD45RA به علاوه CCR7-CD28-CD27-(TEMRA فنوتیپ 10 درصد. در بافت سالم، تقریباً هیچ (0.6 درصد) سلول CD8 T با فنوتیپ TN شناسایی نشد و تنها تعداد کمی (0.8 درصد) فنوتیپ Tax را نشان دادند. در مقابل، سلول‌های CD8 T شناسایی‌شده در بافت سالم کلیه از TEV قابل‌توجهی1-(22%)، TEM{61}}(12%)، Tpx{63}}(18%)، TEX {65}} (23 درصد)، و TEyRA (11 درصد) جمعیت سلولی T (شکل ld و شکل S4). وقتی به سلول‌های CD4 T در خون نگاه می‌کنیم، بزرگترین جمعیت‌ها آنهایی بودند که Ty-(35 درصد)، TcM-(25 درصد)، TEMl-(16 درصد)، TFM{76}}(9 درصد) و جمعیتی با فنوتیپ CD45RAtCCR7-CD28 به اضافه CD27* (0.4 درصد) مشخص نشده است (شکل 1d و شکل S4) -(3 درصد) فنوتیپ. در عوض، تعداد قابل توجهی سلول با فنوتیپ TEM1-(22 درصد)، TEM{93}}(40 درصد)، یا TEM4 (14 درصد) در بافت سالم شناسایی شد (شکل ld و شکل S4) . در نتیجه، توزیع زیرمجموعه‌های سلول‌های T CD45RA/CCR7/CD28/CD{101}تعریف‌شده CD8 و CD4 به‌طور قابل‌توجهی بین خون و بافت سالم کلیه متفاوت است.

3.3. سلول‌های CD8 و CD4 T در بافت کلیه سالم انسان اغلب شامل سلول‌های فعال دوچرخه‌سواری می‌شوند.در مرحله بعد، ما بررسی کردیم که آیا تفاوت هایی در بیان نشانگرهای معمولی پروفایل حافظه اثرگذار سیتوتوکسیک، بین جمعیت سلول های T CD8 و CD4 در خون و بافت کلیه وجود دارد یا خیر. ابتدا، ما به بیان فاکتورهای رونویسی T-box T-bet و eomeso-dermin (Eomes) نگاه کردیم. این تنظیم‌کننده‌های رونویسی مستقیماً در تولید سلول‌های فاکتور فاز حاد، القای بیان مولکول‌هایی مانند اینترفرون-y و گرانزیم B، و در تولید پاسخ‌های حافظه ثانویه نقش دارند. همانطور که انتظار می‌رفت، بیان T-bet در بین سلول‌های CD8 گردش خون (54 درصد) مکرر بود، در حالی که سلول‌های CD4 T گردش خون به ندرت این فاکتور رونویسی را بیان می‌کردند (13 درصد). جالب توجه است، برای سلول های CD4 T، بیان T-bet در بین سلول های T شناسایی شده در بافت سالم کلیه نسبت به گردش خون به طور قابل توجهی بالاتر بود (53 درصد در مقابل 13 درصد). مقداری بیان همچنین اغلب در بین سلول‌های CD8 T گردش خون (59 درصد) مشاهده شد، در حالی که دوباره در بین سلول‌های CD4 T گردش خون (15 درصد) نادر بود. با این حال، بیان Eomes در بین سلول های CD4 T در بافت کلیه (32 درصد) بیشتر از خون بود (شکل 2a,b).

در مرحله بعد، بیان گرانزیم B را بررسی کردیم، یک پروتئاز سرین که به عنوان واسطه آپوپتوز پس از تزریق به سیتوپلاسم توسط سلول های T سیتوتوکسیک شناخته شده است. مطابق با گزارش های قبلی، بیان T-bet و granzyme B در تعداد قابل توجهی در سلول های CD8 T در گردش (28 درصد) شناسایی شد. با این حال، بیان آن در میان سلول‌های CD4 T در گردش نادر بود (1 درصد)، برای سلول‌های CD8 T، بیان گرانزیم B در بافت کلیه و جمعیت‌های در گردش مشابه بود (28 درصد ys.23 درصد) (شکل 2c). جالب توجه است که فرکانس‌های بیان T-bet و Eomes بالاتر در سلول‌های CD4 T کلیه با فرکانس بیان بالاتر گرانزیم B در این بخش مطابقت نداشت (5 درصد). سپس بیان KLRGl را بررسی کردیم، یک گیرنده همزمان بازدارنده که عمدتاً توسط سلول‌های عامل فاز حاد سیتوتوکسیک و سلول‌های حافظه مؤثر بیان می‌شود. 10 درصد). هیچ تفاوتی بین محفظه های تشریحی در بیان KLRG1l برای سلول های CD8 یا CD4 T یافت نشد. در نهایت، بیان Ki{21}} را بررسی کردیم، نشانگری که نشانگر سلول‌های چرخه فعال است. مطابق با مشاهدات قبلی، بیان Ki{22}} در بین سلول‌های CD8 و CD4 T در گردش نادر بود (به ترتیب 1 و 2 درصد). جالب توجه است که در بین سلول‌های CD8 T، به ویژه در میان سلول‌های CD4 T، بیان Ki{29}} به‌طور معنی‌داری بیشتر در سلول‌های T در بافت کلیه (به ترتیب 3 و 11 درصد) شناسایی شد (شکل 2e). در نتیجه، سلول‌های CD4 T در بافت سالم کلیه انسان تشخیص داده شد، اما سلول‌های CD8 T در این محفظه، که بیشتر T-bet و Homes بیان می‌شوند، شناسایی نشد. با این حال، این به بیان مکرر گرانزیم B توسط سلول های CD4 T کلیه ترجمه نمی شود. علاوه بر این، اگرچه تعداد کلی سلول‌های دوچرخه‌سوار کم بود، بافت کلیه حاوی سلول‌های CD8 و CD4 T فعال‌تر از گردش خون بود.

3.4. سلول‌های CD8 و CD4 T در بافت سالم کلیه تقریباً همه CXCR هستند{4}}سپس ما به دنبال تفاوت‌هایی در بیان نشانگرهای دیگر، نمونه‌ای در جمعیت‌های در گردش از حافظه‌های سیتوتوکسیک نیستند، همانطور که قبلاً برای جمعیت‌های سلول T در گردش نشان داده شد. ما ابتدا به بیان IL-7R نگاه کردیم، که عمدتاً در سلول‌های حافظه ساده و تمایز یافته اولیه در گردش خون بیان می‌شود، جایی که در حفظ تکثیر هموستاتیک نقش دارد [10،12،13]. در خون محیطی، IL{5}}Ra اغلب توسط سلول‌های CD8 T (84 درصد) و سلول‌های CD4 T (98 درصد) بیان شد. سلول های CD8 و CD4 T در بافت سالم کلیه این نشانگر را به طور قابل توجهی کمتر از سلول های T در گردش بیان می کنند (به ترتیب 71 درصد و 76 درصد) (شکل 2f).

در مرحله بعد، بیان گیرنده های مختلف کموکاینی را بررسی کردیم. جالب توجه است که CXCR3، یک گیرنده کموکاینی که در قاچاق سلول های سلولی به بافت های ملتهب نقش دارد[14-17]، با تعداد بسیار زیادی از سلول های CD8 و CD4 T در بافت کلیه بیان شد (99). درصد و 91 درصد، به ترتیب)، و به طور قابل توجهی کمتر با سلول های T در گردش (به ترتیب 58 درصد و 26 درصد) (شکل 2g). در نهایت، بیان CXCR6 را تعیین کردیم، که در تشکیل جمعیت‌های TRM نقش دارد [18-22]. در حالی که CXCR6 تنها توسط جمعیت کوچکی از سلول‌های CD8 T در گردش (16 درصد)، و عملاً توسط سلول‌های CD4 T در گردش بیان نشد. نسبت قابل توجهی بیشتر از سلول های CD8 و CD4 در بافت کلیه این مولکول را بیان می کنند (به ترتیب 40 درصد و 40 درصد) (شکل 2h). در نتیجه، نشانگرهایی که معمولاً با یک حالت متمایز نشده در گردش خون مرتبط هستند، احتمالاً-7Ra، CCR7، CD28، و CD27، در مقایسه با سلول‌های CD8 و T کلیه، به طور قابل‌توجهی کمتر از آن‌ها در خون بیان می‌شوند. در مقابل، سلول های T کلیه اغلب CXCR6 را بیان می کنند و تقریباً همیشه CXCR3 را بیان می کنند.

3.5. تفاوت در فنوتیپ بین کلیه سالم و سلول های T آلوگرافت حداقل استدر مرحله بعد، ما می‌خواهیم بررسی کنیم که آیا این یافته‌ها در بافت آلوگرافت پیوندی کلیه که برای نشانه‌های بالینی مختلف به‌دست آمده‌اند، باقی می‌مانند یا خیر (جدول 1).با توجه به تعداد سلول های CD8 و CD4 T در بافت سالم و آلوگرافت، هیچ تفاوتی مشاهده نشد (شکل 3a). با این حال، ما متوجه روند غیر قابل توجهی به سمت سلول های CD4T بیشتر و سلول های CD8T کمتر در بافت سالم نسبت به بافت آلوگرافت شدیم (شکل 3b). به‌علاوه، وقتی به زیرمجموعه‌های تعریف‌شده CD69/CD103 و CD45RA/CCR7/CD28/CD{11}}نگاه می‌کنیم، هیچ تفاوتی در توزیع CD69/CD{13}} یا CD45RA/CCR7/CD28/CD{17}} وجود ندارد. زیرمجموعه های تعریف شده، صرف نظر از فنوتیپ CD8/CD4 ذکر شد (شکل 3d و شکل S5). هنگام بررسی فرکانس‌های بیان نشانگرهای معمول‌تر برای سلول‌های T در گردش سیتوتوکسیک، هیچ تفاوتی در بیان T-bet، KLRG1 یا گرانزیم B بین سلول‌های T کلیه سالم یا آلوگرافت پیدا نکردیم (شکل 3a,gh). ما دریافتیم که بیان Eomes در سلول‌های CD4 T بافت آلوگرافت کمتر از سلول‌های T بافت سالم دیده می‌شود (شکل 3f). هیچ تفاوتی در بیان سایر نشانگرها مشاهده نشد. (شکل 3-l و شکل S5b-d). در نتیجه، جدا از فرکانس بیان کمتر Eomes در سلول‌های CD4 T آلوگرافت، جمعیت سلولی بین جمعیت‌های مورد مطالعه تفاوتی نداشت.

3.6. سلول‌های CD69-CD103-T در بافت کلیه با سلول‌های در حال گردش متفاوت هستندبا توجه به ترکیب فنوتیپی مشابه سلول‌های CD8 و CD4 T موجود در بافت کلیه سالم و بافت آلوگرافت کلیه، ما داده‌های هر دو گروه مطالعه را برای بررسی بیشتر ویژگی‌های این سلول‌ها بر اساس بیان CD69 و CD103 جمع‌آوری کردیم. از آنجایی که سلول‌های CD103 پلاس همیشه در فرکانس‌های بسیار پایین شناسایی می‌شوند.<50 events),="" we="" excluded="" these="" cells="" from="" further="" analyses.="">ابتدا، تفاوت‌ها را در این زیرمجموعه‌ها بر اساس بیان مشترک CD69/CD1{46}}3 در جمعیت‌های سلول T کلیه بررسی کردیم (شکل 4 و شکل S6). جالب توجه است، برای سلول‌های CD8 و CD4 T، تفاوت‌های اساسی در توزیع زیرمجموعه‌های CD45RA/CCR7/CD28/CD{10}}در بین CD{11}}CD{12}}، CD69 به علاوه CD زیر مجموعه‌های {14}}و CD69*CD103*. برای سلول‌های CD8 T، سلول‌های CD{18}}CD{19} حاوی جمعیت قابل‌توجهی از سلول‌های TeyRA (21 درصد) بودند که در میان زیر مجموعه‌های CD69 + CD{22}} و CD69 به علاوه CD103 بسیار کوچک‌تر بود (5.8). درصد و 2.2 درصد، به ترتیب). در عوض، این جمعیت های اخیر حاوی TEy3 (به ترتیب 13 درصد، 30 درصد و 32 درصد) و TEy4 (به ترتیب 8 درصد، 19 درصد و 33 درصد) بسیار بزرگتر بودند. برای سلول‌های CD4 T، تعداد کمی از سلول‌های TEyRA در میان زیر مجموعه‌های CD69-CD103-، CD69*CD103-، و CD69 به علاوه CD103* مشاهده شد (2.6 درصد، 0 درصد و 1.7 درصد، به ترتیب). در عوض، این سلول‌ها زیرجمعیت‌های زیادی از TFw1 (به ترتیب 26 درصد و 24 درصد و 10 درصد) و TEy2 (به ترتیب 30 درصد، 46 درصد و 27 درصد) در خود داشتند. در میان سلول‌های CD69*CD103*، زیرجمعیت TEM4 بسیار بزرگ‌تری دیده شد (به ترتیب 6 درصد، 11 درصد و 34 درصد).

با توجه به این تمایزات و مشاهدات قبلی که جمعیت سلول های T کلیه به سختی شامل سلول های TN و TcM هستند، سلول های CD{0}CD{103- موجود در بافت کلیه را بیشتر بررسی کردیم تا مشخص کنیم این سلول ها تا چه اندازه هستند. نه فقط سلول های در حال گردش که از گردش خون کلیه عبور می کنند. برای انجام این کار، این سلول ها را با سلول های در حال گردش مقایسه کردیم. سلول‌های CD{2} ~ CD103 در بافت کلیه به طور قابل توجهی با سلول‌های موجود در گردش خون متفاوت بودند: T-bet، Ki{5}} و CXCR3 بدون توجه به فنوتیپ CD8/CD4 اغلب توسط سلول‌های T کلیه بیان می‌شوند (شکل 5a-c). در مقابل، IL{11}}R، CCR7، CD28، و CD27 همه به طور قابل توجهی کمتر توسط سلول های T CD{15}}CD{16}} کلیه، بدون توجه به فنوتیپ CD8/CD4 بیان شدند (شکل 5d- ز). CD{21}}CD103-سلول‌های CD4 در بافت کلیه، KLRG1 را به‌طور معنی‌داری بیشتر از خون و سلول‌های CD8 T در بافت کلیه بیان می‌کنند. در خون

سپس، می‌خواستیم ببینیم که چگونه بیان CD69 و CD103 بر نشانگرهای پتانسیل عملکردی تأثیر می‌گذارند. ابتدا، ما به نشانگرهای مرتبط با پتانسیل سیتوتوکسیک نگاه کردیم. اگرچه تفاوت‌هایی بین زیرجمعیت‌های منفرد مشاهده شد، اما هیچ الگوی بعدی برای T-bet و Eomes در سلول‌های T CD8 مشاهده نشد که CD69 یا CD103 همزمان بیان شدند (شکل 6a,b). در مقابل، در سلول‌های CD4 T این فاکتورهای رونویسی هر دو همراه با افزایش یافتند. بیان همزمان CD69 و CD103 (شکل 6a,b). هنگامی که به KLRG1 نگاه می کنیم، متوجه شدیم که برای سلول های CD8 T، بیان KLRG1 همراه با بیان CD69/CD103 کاهش می یابد. برای سلول های CD4 T روند مشابهی مشاهده شد. با این حال، در اینجا فقط سلول‌های CD{17}}CD{18}}KLRG1 را با فرکانس بالاتری نسبت به سلول‌های CD69 + CD{21}} و CD69 + CD103* بیان می‌کنند (شکل 6c). فرکانس های بیان گرانزیم B نیز همراه با نشانگرهای محل سکونت بافت کاهش یافت، با فراوانی بیان آن در میان سلول های CD69 به علاوه CD103*، در هر دو سلول T CD8 و CD4 (شکل 6d). بیان Ki{31}}، که در میان سلول‌های T کلیه در مقایسه با سلول‌های T در خون بیشتر بود، بر اساس بیان CD69 یا CD103 تفاوتی نداشت (شکل 6e).

سپس نشانگرهایی را که معمولاً با پروفایل حافظه غیرسیتوتوکسیک مطابق با بیان CD69/CD103 مرتبط هستند بررسی کردیم. بیان IL-7Ra، CCR7 و CD28 در جمعیت های CD69-CD103- بالاترین بود، با روندی در تعریف بیان همراه با بیان CD69/CD103 (شکل 6f-h ). سپس به بیان CXCR3 و CXCR6 نگاه کردیم. هر دو گیرنده کموکاین اغلب توسط سلول‌های CD69tCD103t، بدون توجه به فنوتیپ CD8/CD4 بیان می‌شدند، و روند صعودی را با بیان همزمان CD69/CD103 نشان دادند. فقط برای CXCR6، این روند از نظر آماری معنی‌دار بود و بر هر دو CD8 و CD4 Tells تأثیر گذاشت (شکل 6j,k). در نتیجه، سلول‌های CD{23}}CD103- در بافت کلیه به‌طور قابل‌توجهی با سلول‌های موجود در گردش خون متفاوت است و ممکن است مربوط به جمعیت TBv دیگری باشد که با بیان CD69 یا CD103 مشخص نشده‌اند. تنها نشانگری که بدون توجه به فنوتیپ CD8/CD4، از نظر بیان CD69 و CD103 به طور مداوم متفاوت بود، CXCR6 بود.

3.7. سلول های T در بافت کلیه بیشتر از سلول های T در خون اینترفرون تولید می کنند.در نهایت، ظرفیت تولید سیتوکین را توسط جمعیت سلول های T تعریف شده CD8/CD در بافت کلیه بررسی کردیم. ابتدا تولید اینترفرون-y (IFNy)، فاکتور نکروز تومور (TNF)، اینترلوکین{3}} (IL{4}})، فاکتور تحریک کننده کلنی گرانولوسیت-ماکروفاژ (GM-CSF) و IL{8}} توسط CD8/CD تحریک‌شده، جمعیت سلول‌های T موجود در خون را در بافت سالم کلیه تعریف می‌کند (شکل 7a-e). جالب توجه است، تنها IFNy به طور مداوم با نسبت بیشتری از سلول های T در بافت سالم کلیه، در مقایسه با سلول های T در خون، بدون توجه به فنوتیپ CD8/CD4 بیان می شد (شکل 7a). تفاوت ها در سطح زیر مجموعه فردی نیز مشاهده شد. به طور خاص، TNF و GM-CSF بیشتر توسط سلول های CD4 T در بافت کلیه تولید می شوند (شکل 7b.c). با توجه به چند کارکردی (یعنی تعداد سیتوکین های تولید شده به طور همزمان)، سلول های CD4 T در بافت کلیه، چند عملکردی تر از سلول های CD4 در خون هستند (شکل 7f).

در مرحله بعد، ما به تفاوت در ظرفیت تولید سیتوکین بین سلول های T تحریک شده از بافت سالم و آلوگرافت نگاه کردیم. هیچ تفاوتی در تولید سیتوکین های منفرد یا تعدادی از سیتوکین های تولید شده به طور همزمان بین سلول های T از بافت کلیه سالم یا آلوگرافت مشاهده نشد (شکل S7). از آنجایی که CD69 با تحریک سلول‌های T بیان می‌شود، ما فقط تفاوت بین سلول‌های T CD103-منفی و CD{3} بیان‌کننده CD4 و CD8 را مطالعه کردیم (شکل 7g-). هنگام مقایسه سلول‌های CD4 و CD8 T بیان‌کننده CD103 با سلول‌هایی که CD103 را در بافت کلیه بیان نمی‌کنند، متوجه شدیم که سلول‌های CD8 و CD4 CD103 IFNy بیشتری نسبت به سلول‌های CD{15}} بیان می‌کنند (شکل 7g). علاوه بر این، اگرچه سلول‌های تولیدکننده IL{17}}ZA در بین سلول‌های CD103 به علاوه CD8 و CD4 T در بافت کلیه کم بودند، اما به طور مداوم در این جمعیت در مقایسه با جمعیت CD{22}} بیشتر یافت می‌شد. در نتیجه، سلول‌های T بیشتر در بافت کلیه در مقایسه با سلول‌های T در گردش، بدون توجه به فنوتیپ CD8/CD4، IFNy تولید می‌کنند. در واقع، بالاترین درصد سلول‌های تولیدکننده IFNy در میان سلول‌های T مشتق شده از کلیه CD4 و CD8 بیان می‌شوند. علاوه بر این، سلول‌های T در آلوگرافت‌های کلیه با توجه به این پارامترها با سلول‌های بافت سالم کلیه تفاوتی نداشتند.

4. بحث

در مطالعه حاضر به تنوع زیرمجموعه‌های سلول T، با توجه به بیان CD8 و CD4، و نشانگرهای اقامت بافت، CD69 و CD103، در کلیه‌های انسان و مقایسه آنها با خون پرداختیم. تعداد قابل توجهی از سلول های CD8 و CD4 T در واقع در بافت کلیه تشخیص داده شد. علاوه بر این، این سلول‌های T در کلیه‌ها حاوی تعداد قابل توجهی از سلول‌های CD69*CD{8}} بودند. سلول‌های CD69 به علاوه CD103 پلاس نیز شناسایی شدند، اما عمدتاً در بین سلول‌های CD8 T و تقریباً در بین سلول‌های CD4 T وجود نداشتند. یک یافته مشابه قبلاً مربوط به TRM ریه بود [23]. همانطور که انتظار می‌رفت، جمعیت‌های بیان‌کننده CD69 و CD{15}درجای آن تقریباً در گردش نبودند. یک تفاوت قابل توجه هنگام مقایسه سلول های T در کلیه با سلول های خون، مربوط به توزیع متمایز زیرمجموعه های سنتی تعریف شده CD45RA/CCR7/CD28/CD{19}}است. جالب توجه است، بیان CD28 اغلب زمانی که سلول های T همزمان CD69 را به تنهایی یا در ترکیب با CD103 بیان می کردند، بیان نمی شد. از نظر تئوری، این باید این جمعیت‌ها را کمتر در معرض سیگنال‌های تحریک‌کننده CD80 و CD قرار دهد{24}}. تفاوت‌های دیگر مربوط به فرکانس بیان بالاتر CXCR3، CXCR6 و Ki{27}} بود. علاوه بر این، سلول‌های T کلیه اغلب حاوی سلول‌های تولیدکننده IFNy بوده و اغلب چند عملکردی بودند. در واقع، در داخل کلیه، CD103 به علاوه Tpys حاوی سلول‌های تولیدکننده IFN بیشتری نسبت به همتایان CD{31} منفی خود بود. علاوه بر این، سلول‌های CD103T اغلب IL{33}} تولید می‌کنند، اگرچه این مربوط به یک جمعیت متوسط ​​است.

سیستانچ عفونت کلیه/کلیه را بهبود می بخشد

با توجه به بیان مکرر CXCR3 توسط سلول‌های T کلیه CD8 و CD4، قبلاً نشان داده شده بود که محور CXCR3/CXCL10 در شکل‌دهی جمعیت‌های TpM در پوست، کبد و بافت لنفوئیدی نقش دارد [24-28]. علاوه بر این، در قاچاق به اپیتلیوم تحت فشار و التهاب به معنای کلی نقش دارد [14-17]. با توجه به فرکانس بالای CXCR3 در میان این سلول‌های T در بافت سالم کلیه، به نظر می‌رسد که CXCR3 در هموستاز TRM در بافت کلیه نیز نقش دارد و ممکن است لزوماً شامل التهاب یا سیگنال‌های خطر برای انجام این کار نباشد. با توجه به CXCR6، محور CXCR6/CXCL16 در واقع قبلاً نشان داده شده است که برای قاچاق Tpst به بخش‌های مختلف مانند ریه‌ها، پوست، کبد و مغز ضروری است و ممکن است یک مکانیسم جهانی ضروری برای هدایت و حفظ TRM به و در بافت ها، همچنین مربوط به TRM در بافت کلیه انسان [{12}}].

فاربر و همکارانش به طور گسترده ای جمعیت CD8 و CD4 TRM را که در انواع مختلف بافت انسانی مشتق شده از اهداکنندگان عضو هستند، توصیف و مقایسه کرده اند. آنها توضیح دادند که چگونه جمعیت TRM در ریه، طحال، روده کوچک و بافت‌های لنفاوی ثانویه مختلف با توجه به رونوشت، اما همچنین در بیان پروتئین‌های مختلف، از جمله سیتوکین‌ها، که در مطالعه حاضر بررسی شده‌اند، متفاوت است [29-31. با این حال، این تحقیقات شامل جمعیت TRM در کلیه انسان و داده‌های مربوط به این نمی‌شود

موضوع کمیاب است ما قبلاً نشان دادیم که سلول‌های CD8 T که پروتئین‌های BK VP1 و LTAG پلیوماویروس را هدف قرار می‌دهند، که از ویروسی مشتق شده‌اند که دارای یک تروپیسم قوی برای سلول‌های اپیتلیال کلیه است، در کلیه‌های آلوگرافت قابل تشخیص هستند. این سلول های T ویژه ویروس، CD69 و CD103 را با تعداد بیشتری نسبت به همتایان خود که در گردش خون همان بیماران یافت می شوند، بیان کردند. علاوه بر این، این سلول‌های T عموماً یک فنوتیپ CD45RA-CD{7}}گرانزیم B منفی[5] را بیان می‌کنند. بعدها، دیگران نیز در مورد جمعیت TRM در بافت کلیه انسان به دست آمده از نفرکتومی پیوندی گزارش کردند. در این نشریه، نویسندگان گزارش می‌دهند که سلول‌های T در این بافت‌ها عمدتاً مربوط به سلول‌های CD8 T هستند [321. در عوض دریافتیم که سلول‌های CD4 T، در واقع، بزرگترین زیر مجموعه سلول‌های T را تشکیل می‌دهند. با این حال، ما همچنین متوجه شدیم که در مقایسه با بافت کلیه سالم، تعادل به سمت تعداد بیشتری از سلول‌های CD8 T در بافت آلوگرافت تغییر می‌کند، اگرچه نه به طور قابل توجهی. به این ترتیب، این اختلاف ممکن است توسط یک گروه مطالعه متفاوت توضیح داده شود، و ممکن است این باشد که در سلامت، دفاع ایمنی بیشتر بر تهدیدات خارج سلولی، مانند باکتری‌ها، در مقابل تهدیدات درون سلولی بیشتر، مانند ویروس‌ها و سرطان در میزبان‌های دارای نقص ایمنی متمرکز است. ما تفاوت های دیگری در نشانگرهای مورد مطالعه، بین سلول های T کلیه سالم و آلوگرافت پیدا نکردیم. با این حال، تحقیقات بیشتر، با استفاده از تکنیک‌هایی با دید وسیع‌تر در مورد رونوشت‌ها، مانند توالی‌یابی RNA، یا پروتئوم، مانند طیف‌سنجی جرمی، باید به کار گرفته شود تا مشخص شود که آیا واقعاً چنین است یا خیر.

علاوه بر این، د لور و همکاران. توضیح دهید که چگونه TRM در کلیه ها اغلب گرانزیم B را بیان می کند، در حالی که ما فقط مقادیر کمی از گرانزیم B را در بافت کلیه سالم و آلوگرافت شناسایی کردیم [32]. با این حال، ما سلول‌های T-bet و T بیان‌کننده Eomes قابل توجهی را در بافت کلیه شناسایی کردیم، که در جمعیت‌های سلول T در گردش، به طور معمول در واقع با بیان بالاتر گرانزیم B مرتبط است [10]. در حالی که مورد دوم ممکن است تعجب آور نباشد، با توجه به این واقعیت که بیان گرانزیم B نیز مستقیماً توسط T-bet القا می شود [33،34]، این ارتباط در میان سلول های T کلیه در مطالعه فعلی آشکار نبود. همانطور که ما و دیگران نشان داده‌ایم که TRM مشتق از ریه، مغز و پوست انسان [25،26،3536]، و همچنین MAIT ælls ساکن بافت مشتق شده از کلیه [6،7] در گرانزیم B خود کم هستند. محتوا، در حالی که اغلب مقادیر قابل توجهی از T-bet و Eomes را بیان می کند، ممکن است این یک ویژگی مشترک TkM (انسانی) باشد. علاوه بر این، در ریه، بیان گرانزیم B TRM به سرعت با تحریک [35l] تنظیم می‌شود، که نشان می‌دهد این ممکن است در سایر TeM نیز رخ دهد. در اینجا، نویسندگان این فرضیه را مطرح کردند که چنین «سیتوتوکسیکی پنهان» برای محافظت از یکپارچگی ساختاری بافت‌ها در برابر آسیب سلول‌های T سیتوتوکسیک عمل می‌کند.

در نتیجه، ما نشان می‌دهیم که سلول‌های T در بافت کلیه به تعداد قابل توجهی وجود دارند و شامل جمعیت‌هایی هستند که اغلب CD69 plus و CD103 plus را بیان می‌کنند، مولکول‌هایی که سلول‌های T به وسیله آن‌ها به بافت‌ها می‌چسبند و در آنها باقی می‌مانند. با این وجود، سلول‌های CD69-CD103- T در بافت کلیه به نظر از سلول‌های T در گردش متمایز هستند و ممکن است مربوط به یک جمعیت متمایز TiM باشد، که احتمالاً با مکانیسم‌های دیگری که دامپزشک معرفی می‌شود در کلیه‌ها باقی می‌ماند. گزینه دیگر ممکن است این باشد که این سلول‌های CD{4}}CD{{5}T مربوط به جمعیتی باشد که یونجه به تازگی از گردش خون خارج شده است، و یونجه فقط به‌دلیل تعامل با محیط ریز کلیه، ویژگی‌های فنوتیپی جدید را به‌طور موقت کسب کرده است. تحقیقات بیشتر در مورد این جمعیت برای روشن شدن این احتمالات مورد نیاز است. علاوه بر این. سلول های T کلیه CD8 و CD4 اغلب به طور فعال در حال چرخش بودند و CXCR6 را بیشتر بیان می کردند. علاوه بر این، جمعیت‌های CD8 و CD4 بیان بالایی از CXCR3 را جابجا کردند، که به شدت این گیرنده‌های کموکاین و همچنین CXCR6 را در تجمع TRM و تداوم در کلیه‌های انسان دخیل می‌داند. بنابراین، تحقیقات بیشتری برای بهبود تصویر ما از جمعیت Tpv در کلیه انسان مورد نیاز است. با این وجود، یافته های ارائه شده در اینجا اولین گام محکمی را به سوی توصیف دقیق تر جمعیت سلول های T در بافت کلیه و نقش آنها در سلامت و بیماری تشکیل می دهد.