مقایسه دو روش تشخیصی برای تشخیص آنتی بادی خنثی کننده سرم به ویروس اسهال اپیدمی خوک

خلاصه:

ایمنی لاکتوژنیک برای محافظت از خوکچه ها در برابر بسیاری از عوامل بیماری زا از جمله ویروس اسهال اپیدمی خوک مهم است. گردش سطح آنتی بادی خنثی کننده در سرم خروس ممکن است به تعیین اینکه آیا یک پاسخ ایمنی قابل تشخیص می تواند به خوکچه ها محافظت کند یا خیر کمک کند. آنتی بادی های خنثی کننده را می توان از طریق سنجش های تشخیصی مختلف شناسایی کرد. این مطالعه ویژگی‌های تشخیصی دو سنجش آنتی‌بادی خنثی‌کننده را برای آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده ویروس اسهال اپیدمی خوک در سرم گیلت‌های به چالش کشیده ارزیابی کرد. چهار گروه درمان، کنترل، غیر واکسینه، واکسینه شده قبل از چالش، و واکسینه شده پس از چالش، از 20 گیلت تشکیل شد. نمونه‌های سرم از هر گیلت قبل و بعد از چالش با ویروس اسهال اپیدمی خوک جمع‌آوری شد. نمونه‌ها برای حضور آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده از طریق یک روش خنثی‌سازی کانونی فلورسنت و یک روش خنثی‌سازی با توان بالا مورد ارزیابی قرار گرفتند. حساسیت و ویژگی تشخیصی برای خنثی‌سازی کانونی فلورسنت و سنجش خنثی‌سازی با کارایی بالا برای این مطالعه به ترتیب با رقت 80 و 80 درصد کاهش فلورسنت بهینه شد و توافق متوسطی بر اساس آمار کاپا نشان داد. از روش‌های خنثی‌سازی فلورسنت متمرکز و خنثی‌سازی با توان بالا می‌توان برای نظارت بر وضعیت آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده در حیوانات یا جمعیتی از حیوانات استفاده کرد. سنجش با توان بالا دارای مزایایی نسبت به روش فلورسنت متمرکز است، زیرا دارای ویژگی بالاتری در برش مشخص شده است و ماهیت نتایج اجازه می دهد تا تمایز بیشتری بین نتایج فردی وجود داشته باشد.

مزایای مکمل سیستانچ - افزایش ایمنی

کلمات کلیدی: PEDV; آنتی بادی خنثی کننده؛ سنجش تشخیصی

1. معرفی

ویروس اسهال اپیدمی خوک (PEDV) یک آلفاکرونا ویروس است که پس از ظهور آن در ایالات متحده در سال 2013 در قاره آمریکا بومی شده است [1-3]. اقدامات امنیت زیستی بر حفظ پاتوژن هایی مانند PEDV از گله خوک ها برای کاهش تأثیر بیماری متمرکز شده است [4]. آزمایش سرولوژی ابزار مفیدی برای تعیین اینکه آیا خوک ها قبلاً در معرض یک عامل بیماری زا قرار گرفته اند یا خیر. قرار گرفتن در معرض می تواند به طور طبیعی (مثلاً بلعیدن مواد مملو از ویروس) یا عمدی (مثلاً مخلوط شدن با حیوانات دانه ریز، تلقیح دهان و بینی، یا شستشوی معده) رخ دهد. برای اهداف این مطالعه، قرار گرفتن در معرض با چالش عمدی با یک هموژن بافت PEDV مثبت از یک شیوع بالینی تایید شده PEDV به دست آمد. سونگ و همکاران [5] نشان داد که تیتر آنتی‌بادی خنثی‌کننده سرم بین خروس‌هایی که واکسن PEDV DR13 با سلول‌های Vero خوراکی یا داخل عضلانی تجویز می‌کردند، تفاوتی نداشت. این مطالعه همچنین نشان داد که خروس های واکسینه شده خوراکی در مقایسه با واکسیناسیون عضلانی تلفات خوکچه کمتری داشتند. علاوه بر این، د آریبا و همکاران. [6] ارتباط بین سلول های ترشح کننده آنتی بادی IgA و IgG (ASC) در خون و بافت لنفاوی مرتبط با روده را نشان داد. جفت پراکنده و اپیتلیوکوریال خروس‌ها از انتقال سلول‌های ایمنی و آنتی‌بادی‌ها به خوک‌ها در رحم جلوگیری می‌کند و خوک‌ها را در بدو تولد آگاماگلوبولینمیک می‌کنند [7]. ایمنی مادر از خروس ها از طریق ترشحات پستانی به خوکچه ها منتقل می شود و نقش مهمی در محافظت در برابر پاتوژن های روده ای مانند PEDV، TGEV و روتاویروس ایفا می کند. بنابراین، خوک‌ها برای محافظت در برابر این عوامل بیماری‌زا به آنتی‌بادی‌های آغوز و شیر متکی هستند. ایمونوگلوبولین های سرم سهم زیادی در آغوز دارند در حالی که ایمونوگلوبولین های موجود در شیر در غده پستانی تولید می شوند [8]. بنابراین، سنجش آنتی بادی خنثی‌کننده ممکن است به تعیین اینکه آیا یک پاسخ ایمنی قابل تشخیص در سرم‌های خروس قبل از زایمان می‌تواند به خوک‌ها محافظت کند یا خیر کمک کند. مکانیسم‌های خنثی‌کننده آنتی‌بادی‌ها شامل تجمع، مهار ورود ویروس به سلول هدف و مهار تکثیر ویروس در سلول هدف است [9]. سنجش‌های تشخیصی برای تشخیص آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده PEDV از جمله خنثی‌سازی ویروس (VN)، خنثی‌سازی کانونی فلورسنت (FFN) و تست خنثی‌سازی با توان بالا (HTNT) توسعه داده شده‌اند [2،10-13]. همانطور که توسط Sarmento و همکاران توضیح داده شده است. [2]، سنجش FFN بهبودی در سنجش VN است زیرا سنجش حساس‌تر است زیرا سنجش مبتنی بر تشخیص آنتی‌ژن‌های ویروسی بیان شده در سطح سلول‌های Vero آلوده است در حالی که سنجش VN بر اساس اثر سیتوپاتیک ایجاد شده است. توسط ویروس علاوه بر این، نتایج FFN را می توان با سرعت بیشتری نسبت به نتایج VN به دست آورد، زیرا مشاهده اثر سیتوپاتیک در مقایسه با پیوست ویروسی با FFN زمان بیشتری می برد. سنجش HTNT یک پیشرفت بیشتر در سنجش FFN است زیرا سنجش HTNT برای به دست آوردن نتایج به جای تفسیر تکنسین به سیتومتری تصویر دیجیتال متکی است. بنابراین، اجازه خواندن یک صفحه کامل در کمتر از 3 دقیقه، تولید اندازه گیری کمی در شدت فلورسنت، و امکان ذخیره تصاویر برای بازبینی. بنابراین، HTNT برای استفاده در گله های خوک تجاری مناسب به نظر می رسد. مطالعه حاضر ویژگی‌های تشخیصی (حساسیت و ویژگی) و ارزش‌های اخباری مثبت و منفی دو سنجش آنتی‌بادی خنثی‌کننده را برای سنجش PEDV، FFN و HTNT مقایسه کرد. این بر اساس کار سارمنتو و همکاران است. [2] با آزمایش حیوانات ساده، آلوده و واکسینه شده برای کمک به اعتبارسنجی سنجش برای استفاده در یک آزمایشگاه تشخیصی با توان بالا. بر اساس نتایج Sarmento et al. [2]، فرضیه صفر ما این است که هیچ تفاوتی در ویژگی‌های تشخیصی دو سنجش برای تشخیص آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده PEDV در سرم گیلت‌های به چالش کشیده شده با PEDV وجود ندارد.

مزایای مکمل سیستانچ - افزایش ایمنی

2. مواد و روشها

2.1. منابع و منتخب خوکی

همانطور که قبلا توسط براون و همکاران توضیح داده شد. [14]، این مطالعه از 4 گروه درمانی به نام‌های کنترل، NV (غیر واکسینه)، Pre (واکسینه شده قبل از چالش)، و پس (واکسینه شده پس از چالش) استفاده کرد. هر گروه در ابتدا از 20 گیلت تجاری، دورگه تشکیل شده بود. در مجموع 60 گیلت به راحتی از یک مزرعه تجاری خوکی در مرکز آیووا انتخاب شدند که سابقه PEDV نداشتند. 20 گیلت در گروه کنترل برای گروه NV مجددا استفاده شد. گروه NV تنها از 18 خوک تشکیل شده بود زیرا دو گیلت به دلیل عوارض غیرمرتبط با چالش PEDV از مطالعه حذف شدند.

به عنوان شواهد دیگری از وضعیت منفی PEDV، 12 میلی‌لیتر خون از طریق رگ‌گیری ژوگولار با استفاده از یک 16-گیج، سوزن 1.{3}}اینچی و سرنگ 12 میلی‌لیتری جمع‌آوری شد. سرم از نمونه های خون از طریق سانتریفیوژ در 1.500 × گرم به مدت 8 دقیقه (دقیقه) برداشت شد، به مقادیر 1 میلی لیتر تقسیم شد و در دمای 80- درجه سانتیگراد ذخیره شد. نمونه های سرم با WV-ELISA در آزمایشگاه تشخیص دامپزشکی دانشگاه ایالتی آیووا (ISU-VDL، ایمز، IA، ایالات متحده آمریکا) آزمایش شدند [15].

2.2. تخصیص حیوانات به گروه های درمانی

شصت گیلت به طور مساوی به 3 گروه تقسیم شدند که هر کدام از 20 ماده تجاری دو نژاد تشکیل شده بود. برای تشکیل چهار گروه درمانی، 20 گیلت به صورت متوالی برای دو گروه درمانی، CONTROL و NV استفاده شد. استفاده مجدد از 20 گیلت، امکان توسعه و کنترل گروهی از گیلت‌های PEDV مثبت را فراهم کرد که در معرض PEDV قرار گرفته بودند و تعداد کل حیوانات مورد استفاده در مطالعه را کاهش داد. 40 گیلت باقیمانده شامل گروه‌های PRE و POST، با 20 گیلت در هر گروه بود. جدول زمانی رویدادها بر اساس گروه درمان در براون و همکاران توضیح داده شده است. [14]. به طور خلاصه، نمونه خون فردی یک بار در هفته در هر گروه درمانی پس از چالش جمع آوری شد. توضیح بیشتر در بخش های 2.4 و 2.5 مورد بحث قرار گرفته است. گروه درمان "PRE" gilts قبل از ورود به مرکز خارج از سایت واکسینه شدند. گروه درمان "POST" gilts تا پس از چالش واکسینه نشدند.

2.3. مسکن و مراقبت از خوک

پس از ورود به مرکز تحقیقاتی، گیلت‌ها توسط یک گروه درمانی نگهداری شدند: همه 20 گیلت‌ها در یک گروه درمانی در یک قلم با خوراک و آب آزاد قرار گرفتند. تمام خودکارها در یک اتاق بودند. یک قلم بین دو گروه NV PRE و POST خالی گذاشته شد تا آلودگی به حداقل برسد. خوراک، آب، دمای اتاق بالا و پایین، و رطوبت بالا و پایین برای اطمینان از سازگاری با استانداردهای تولید نظارت شد. مشاهدات بهداشتی یک بار در روز برای ارزیابی حرکت، بی حالی، قوام مدفوع و سایر علائم بالینی بیماری انجام و ثبت شد. یک برچسب گوش (Integra Hog، Allflex، Dallas، TX، USA) در گوش راست هر گیلت برای شناسایی حیوانات قرار داده شد.

2.4. چالش شفاهی

پس از یک دوره سازگاری 4-روزه، هر گیلت در CONTROL با استفاده از یک بافت هموژنه جمع‌آوری‌شده از شیوع بالینی تایید شده PEDV در مزرعه تجاری، به صورت خوراکی در معرض PEDV قرار گرفت. همگن توسط آزمایشگاه تشخیصی دامپزشکی دانشگاه ایالتی آیووا توالی یابی شد و مشخص شد که نمونه اولیه سویه ایالات متحده، ژنوگروه G2b است. ده میلی لیتر از هموژنه با 590 میلی لیتر سالین بافر فسفات مخلوط شد و 30 میلی لیتر از مخلوط به صورت طعنه آمیزی به هر گیلت تزریق شد. تلقیح PEDV مثبت با واکنش زنجیره ای پلیمراز رونوشت معکوس بلادرنگ با مقدار CT 19.6 و 14.23 × 107 کپی ژنومی در هر میلی لیتر و ایجاد اسهال در گیلت ها به دنبال چالش تایید شد. نمونه‌های خون فردی هر 7 روز پس از چالش از طریق رگ‌گیری ژوگولار همانطور که در بالا توضیح داده شد تا روز 42 پس از چالش جمع‌آوری شد. سرم همانطور که در بالا توضیح داده شد برداشت و ذخیره شد و نمونه‌ها برای تشخیص آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده با استفاده از روش خنثی‌سازی فلورسنت متمرکز و آزمایش خنثی‌سازی ویروس با توان عملیاتی بالا به ISU VDL ارسال شدند. در روز 60 پس از چالش اولیه CONTROL، 40 گیلت باقی مانده به مرکز تحقیقاتی آورده شد و 18 گیلت CONTROL NV شد. به دلیل شرایط غیرمرتبط با مطالعه، دو گیلت از CONTROL حذف شد. پس از یک دوره سازگاری 3-روز پس از ورود، 18 گیلت مجدداً به چالش کشیده شدند (NV) و 40 گیلت (PRE و POST) به چالش کشیده شدند، نمونه‌های خون جمع‌آوری شد، سرم برداشت شد و نمونه‌ها برای آزمایش ارائه شدند که در اینجا توضیح داده شد. .

2.5. واکسیناسیون گیلت

40 گیلت در مزرعه مبدا باقی مانده بود و 8.5 هفته پس از ورود CONTROL به مرکز تحقیقاتی آورده شد. 20 گیلت 5 و 2 هفته قبل از چالش واکسینه شده بودند، همانطور که توسط شرکت تولید کننده واکسن توصیه شده بود، با واکسن PEDV کشته شده تجاری موجود، ژنوگروه G2b، (واکسن اسهال اپیدمی خوک، Zoetis، Inc.، Florham Park، NJ. ، ایالات متحده) شامل گروه PRE. بیست باقی مانده با همان واکسن، 1 و 3 هفته پس از چالش PEDV شامل گروه POST واکسینه شدند. هجده تا از بیست گیلت اصلی CONTROL در مطالعه باقی ماندند و گروه NV را تشکیل می دادند و واکسن PEDV را دریافت نکردند.

گیاه سیستانچ سیستم ایمنی را افزایش می دهد

2.6. سنجش آنتی بادی خنثی کننده

2.6.1. روش خنثی سازی فوکوس فلورسنت (FFN).

FFN توسط آزمایشگاه تشخیص دامپزشکی دانشگاه ایالتی آیووا، روش عملیاتی استاندارد 9.5324 [16] انجام شد. به طور خلاصه، سلول های Vero 76 با شستشو و انکوباسیون با تریپسین-اتیلن دی آمین تتراستیک اسید (EDTA) به مدت 5 دقیقه در دمای 37 درجه سانتیگراد تهیه شدند. یک رقت 1:20 از سلول ها و محیط تکثیر سلولی ساخته شد و 200 میکرولیتر به هر چاهک یک صفحه چاهی 96- اضافه شد و به مدت 48 ساعت انکوبه شد. صفحات ریخته شده و با محیط تلقیح ویروس شستشو داده شدند. نمونه های سرم در یک حمام آب در دمای 56 درجه سانتیگراد به مدت 30 دقیقه با حرارت غیرفعال شدند و سپس در یک رقت سریال 2-برابر با شروع از 1:10 در پلیت رقیق شدند. ویروس استوک به 100-200 واحد کانون در هر 100 میکرولیتر رقیق شد و 100 میکرولیتر به هر چاهک اضافه شد و به مدت 60 دقیقه در دمای 37 درجه سانتیگراد با 5٪ دی اکسید کربن (CO2) انکوبه شد. صفحه آزمایش تخلیه شد، شسته شد و 150 میکرولیتر از مخلوط سرم/ویروس به چاهک های مربوطه اضافه شد و به مدت 60 دقیقه در دمای 37 درجه سانتیگراد انکوبه شد. مخلوط های سرم/ویروس ریخته شده و چاه ها با محیط تلقیح ویروس شسته شدند. 150 میکرولیتر محیط تلقیح ویروس به هر چاهک اضافه شد و به مدت 24 ساعت در دمای 37 درجه سانتیگراد و CO2 5 درصد انکوبه شد. محیط از صفحه خارج شد و سلول ها با افزودن 80 درصد استون، که در حمام یخ به مدت 15 دقیقه سرد شده بود، ثابت شدند. استون دور ریخته شد و صفحه در هوا خشک شد. یک رقت 1:100 از آنتی بادی مونوکلونال PEDV NP کونژوگه FITC رقیق شده در PBS (pH 7.2) تهیه شد و 50 میکرولیتر به همه چاهک ها اضافه شد و در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 60 دقیقه انکوبه شد. پلیت با PBS شسته شد و سپس با استفاده از میکروسکوپ فلورسانس (Olympus BX51، شی 10X، فیلتر FITC) قرائت شد. چاه های مثبت پلاک های فلورسنت را نشان نمی دهند و منفی پلاک های سبز را نشان می دهند. تیتر آنتی بادی خنثی کننده به عنوان بالاترین رقت سرم با کاهش 90 درصدی تکثیر ویروس در مقایسه با کنترل ویروس بیان شد. نمونه هایی با تیتر بیشتر یا مساوی 20 برای آنتی بادی های خنثی کننده PEDV مثبت طبقه بندی شدند. تیتر بالاتر نشان دهنده غلظت بالاتر آنتی بادی های خنثی کننده در نمونه است. نمونه ای از نمونه های سرم مثبت و منفی در مواد تکمیلی موجود است.

2.6.2. روش تست خنثی سازی فلورسنت با توان عملیاتی بالا (HTNT).

HTNT توسط آزمایشگاه تشخیص دامپزشکی دانشگاه ایالتی آیووا، روش عملیاتی استاندارد 9.5324 نسخه 2 [17] انجام شد. نمونه های سرم در حمام آب در دمای 56 درجه سانتیگراد به مدت 30 دقیقه با حرارت غیر فعال شدند. موجودی ویروس به صورت سریالی در محیط تلقیح ویروس (DMEM با 2 میکروگرم/میلی لیتر تریپسین-TPCK) رقیق شد، به سلول‌های Vero 81 (ATTC® CCL-81™)، و در دمای 37 درجه سانتیگراد انکوبه شد. با 5% CO2 به مدت 5 روز. آخرین رقت که در آن اثر سیتوپاتیک مشاهده شد برای تعیین دوز عفونی کشت بافت متوسط ​​(TCID50) با استفاده از روش اسپیرمن و کاربر [18] استفاده شد. 100 میکرولیتر محلول سلولی (محیط تکثیر سلولی، تریپسین-EDTA و سلولهای Vero 81)، با 100 میکرولیتر محیط تکثیر سلولی (DMEM با 10% FBS و 1% پنی سیلین- استرپتومایسین) رقیق شد تا رقت 1:1 ایجاد شود. . از یک هموسیتومتر برای شمارش و محاسبه رقت برای ایجاد 5 × 104 سلول در چاه استفاده شد و به هر چاهک یک صفحه چاه سیاه زیر شفاف (CellBind microplate Coring 96 چاه، سیگما) اضافه شد و به مدت 48 ساعت در انکوبه شد. 37 ◦C با 5% CO2 برای همریزی سلول (100% همریز). هر پلیت دارای کنترل مثبت، کنترل منفی و کنترل ویروس بود. سپس، پنج میکرولیتر از نمونه‌ها و کنترل‌های غیرفعال شده با حرارت در چاهک‌های تکراری قرار داده شدند تا با افزودن 95 میکرولیتر محیط تلقیح ویروس، سپس 100 میکرولیتر از ویروس PEDV رقیق‌شده 1:10 (105 × 16/3 در 1:20 ابتدا 1:40 رقت شود). TCID50/mL). مخلوط سرم/ویروس به مدت 1 ساعت در دمای 37 درجه سانتیگراد با 5% CO2 انکوبه شد. تمام چاهک های سلولی صفحه آزمایش 3 بار با 150 میکرولیتر محیط شستشوی سلولی (DMEM با 1 درصد پنی سیلین- استرپتومایسین) شسته و 150 میکرولیتر از مخلوط سرم/ویروس و کنترل ویروس به صفحه آزمایش منتقل و به مدت 90 دقیقه انکوبه شدند. در 37 ◦C. مخلوط سرم/ویروس دور انداخته شد و صفحات یک بار با یک محیط شستشوی سلولی، همانطور که در بالا توضیح داده شد، و سپس یک بار با یک محیط تلقیح ویروس شسته شدند. محیط تلقیح ویروس (150 میکرولیتر) به هر چاهک اضافه شد و به مدت 24 ساعت در دمای 37 درجه سانتیگراد با 5 درصد CO2 انکوبه شد. محیط تلقیح ویروس دور انداخته شد و پلیت با PBS pH 7.4 شسته شد. سلول ها با افزودن 4 درجه سانتیگراد و 80 درصد استون به هر چاه تثبیت شدند و به مدت 15 دقیقه در دمای اتاق انکوبه شدند. سپس استون خارج شد و صفحه به مدت 30 دقیقه در هوا خشک شد. هر چاهک با PBS pH 7.4 شستشو شد. 50 میکرولیتر آنتی بادی مونوکلونال PEDV NP کونژوگه با FITC (کلون SD{74}}، Medgene Labs) رقیق شده 1:100 در PBS pH 7.4 به هر چاهک اضافه شد و به مدت 60 دقیقه در دمای 37 درجه سانتیگراد انکوبه شد. صفحه چهار بار با PBS pH 7.4 شسته شد، آخرین شستشو به مدت 5 دقیقه در پلیت باقی ماند و سپس دور ریخته شد و با 100 میکرولیتر PBS pH 7.4 جایگزین شد. سپس صفحات با SpectraMax i3× با استفاده از SoftMax Pro 6.5 (دستگاه‌های مولکولی، سن خوزه، کالیفرنیا، ایالات متحده آمریکا) با استفاده از زمان نوردهی 30 میلی‌ثانیه و تنظیمات کانونی 20 میکرومتری برای 541 طول موج خوانده شدند. نمونه هایی با کاهش فلورسانس کل (%FR) بیشتر یا مساوی 85% برای آنتی بادی های خنثی کننده مثبت طبقه بندی شدند [2]. کاهش کل فلورسانس به صورت 100 - محاسبه شد ([میانگین نمونه شدت فلورسانس کل/میانگین شدت کل فلورسانس کنترل منفی]) × 100). کاهش کل فلورسانس بالاتر نشان دهنده غلظت آنتی بادی خنثی کننده بالاتر در نمونه ها است. نمونه ای از نمونه های سرم مثبت و منفی در مواد تکمیلی موجود است.

2.7. ویژگی های تشخیصی: حساسیت و ویژگی و ارزش های پیش بینی کننده مثبت و منفی

حساسیت و ویژگی تشخیصی برای HTNT با استفاده از برش %FR 70، 75، 80، 85، و 90 و FFN با استفاده از برش‌های رقت نمونه 20، 40، 80 و 160 برای تعیین برش بهینه محاسبه شد. Optimized به عنوان نقطه ای تعریف شد که در آن ویژگی تشخیصی با حداقل از دست دادن ویژگی تشخیصی به حداکثر می رسد. زیر مجموعه ای از هفتاد و شش نمونه شناخته شده PEDV منفی از دو نقطه نمونه برداری اول برای گروه های CONTROL و POST انتخاب شدند. 36 نمونه PEDV مثبت شناخته شده از دو نقطه نمونه برداری آخر برای گروه NV انتخاب شدند. برش بیش از 85 برای تعریف نمونه های مثبت، مطابق با روش عملیاتی استاندارد ISU VDL برای سنجش استفاده شد [17]. حساسیت تشخیصی با تقسیم تعداد نمونه‌های مثبت شناخته شده که آزمایش مثبت شدند بر کل نمونه‌های مثبت شناخته شده برآورد شد. ويژگي تشخيصي با تقسيم تعداد نمونه هاي منفي شناخته شده كه تست آنها منفي بود بر تعداد نمونه هاي منفي شناخته شده برآورد شد. برشی که ویژگی و حساسیت تشخیصی را بهینه کرد برای مقایسه سنجش انتخاب شد. برای اهداف این مطالعه، ویژگی تشخیصی (DSp) و حساسیت (DSe) به حداکثر رسید که در آن قدر مطلق تفاوت بین مقادیر حساسیت و ویژگی کمترین است. ارزش اخباری مثبت (PPV) با تقسیم تعداد نمونه‌های مثبت شناخته شده که آزمایش مثبت (TP) مثبت داشتند بر کل نمونه‌های مثبت آزمایش (TP به علاوه مثبت کاذب [FP]) برآورد شد. ارزش اخباری منفی (NPV) با تقسیم تعداد نمونه های منفی شناخته شده (TN) که منفی آزمایش شدند بر کل نمونه های آزمایش منفی (TN به اضافه منفی کاذب [FN]) برآورد شد.

cistanche tubulosa - سیستم ایمنی را بهبود می بخشد

برای مشاهده محصولات Cistanche Enhance Immunity اینجا را کلیک کنید

【بیشتر بخواهید】 ایمیل:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

2.8. تحلیل آماری

در این مطالعه هیچ نتیجه نامشخص یا داده ای از دست رفته وجود نداشت. تمام داده ها با استفاده از SAS نسخه 9.4 (SAS Instit. Cary NC) تجزیه و تحلیل شد. 609 مشاهده از 6{{1{{{0}} خوک متعلق به یکی از 4 گروه استفاده شد. دو مقدار قطع احتمالی (4{12}} و 80) برای سنجش FFN در نظر گرفته شد و با یک برش 85 برای HTNT مقایسه شد. برای هر یک، یک مدل اثرات مختلط خطی برای توضیح اثر گروه بر توافق سنجش‌های FFN و HTNT، با یک اثر تصادفی خاص خوک مناسب بود. تمام آنالیزهای مقایسه زوجی گروه ها انجام شد. علاوه بر این، برای دو مورد از سه مقدار برش مورد استفاده برای سنجش FFN، ضریب کاپا کوهن برای تعیین توافق کلی سنجش‌های FFN و HTNT محاسبه شد. ضرایب کاپا به صورت زیر تفسیر شد: کمتر از 0.{17}}، توافق "ضعیف"; بین 0.0 و 0.20، توافق "کمی". بین 0.21 و {{30}}.40، توافقنامه "عادلانه". بین 0.41 و 0.60، توافق "متوسط"؛ بین 0.61 و 0.80، توافق "قابل توجه". و بین 0.81 و 1.0، توافق "تقریبا کامل" [19]. معنی داری در p کمتر یا مساوی 0.05 قرار گرفت. نمودارهای جعبه و سبیل با استفاده از نرم افزار R توسعه یافتند.

3. نتایج

جدول 1 حساسیت و ویژگی تشخیصی را برای سنجش های FFN و HTNT در برش های انتخاب شده نشان می دهد. حساسیت و ویژگی تشخیصی برای دو سنجش برای این مطالعه به ترتیب با رقت 80 و 80 درصد FR بهینه شد.

جدول 1. حساسیت تشخیصی (DSe)، ویژگی تشخیصی (DSp)، ارزش پیش بینی مثبت (PPV) و ارزش پیش بینی منفی (NPV) برای سنجش های HTNT و FFN با استفاده از برش های مختلف فهرست شده در ردیف دوم جدول. به عنوان مثال، برای سنجش HTNT در برش 70، DSe=0.97 (97%)، DSP=0.91 (91%)، PPV=0.83 ( 83%) و NPV=0.95 (95%). U=تعریف نشده است.

شکل 1 نمودارهای جعبه و سبیل نتایج HTNT را بر اساس روزهای پس از چالش بر اساس گروه درمان مورد مطالعه نشان می دهد. نمونه‌هایی از گروه‌های CONTROL و POST (n=76) در روزهای ۴-، 0 و ۷ به دلیل وضعیت قبلی خوک‌ها به‌عنوان منفی طبقه‌بندی شدند. گروه NV پس از این چالش یک پاسخ آنامنستیک ایجاد کرد. کاهش تنوع در بین نتایج HTNT رخ داد که با کاهش دامنه مقادیر در هر دو گروه واکسینه شده (PRE و POST) به دنبال چالش با PEDV نشان داده شد. این تنوع کاهش یافته را می توان در شکل 1 مشاهده کرد زیرا سبیل ها و نقاط پرت نمودارهای POST و PRE 14 روز پس از چالش کوتاه تر می شوند. شکل 2 نمودارهای جعبه و سبیل نتایج FFN تبدیل شده با ورود به سیستم طبیعی را بر اساس روزهای پس از چالش توسط گروه درمان نشان می دهد که نتایج مشابه با سنجش HTNT دارند. هر دو نتایج HTNT (شکل 1) و FFN (شکل 2) پاسخ به چالش و واکسیناسیون را نشان می‌دهند که با افزایش %FR و تیترها از هر دو سنجش مشاهده می‌شود. در حالی که در اندازه مشابه بود، تنوع نتایج هر روش به دنبال چالش همولوگ (NV) کاهش یافت. کاهش تنوع نیز به دنبال واکسیناسیون (PRE و POST) رخ داد. این تنوع مقادیر آنتی بادی خنثی کننده در هفته پس از مواجهه به دنبال واکسیناسیون و چالش همولوگ با PEDV کاهش می یابد (شکل 1 و 2). تمایل مشابهی در کاهش تنوع آنتی‌بادی خنثی‌کننده وجود داشت که در نتایج هر دو سنجش گروه‌های درمانی واکسینه شده و همولوگ به چالش کشیده شد. چالش همولوگ PEDV و واکسیناسیون دوم یک پاسخ آنامنستیک ایجاد کرد که سطح بالاتری از آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده را با کاهش تنوع بین خوک‌ها در مقایسه با مقادیر قبل از چالش و پس از واکسیناسیون که توسط هر دو سنجش اندازه‌گیری شد، ایجاد کرد (شکل 1). بر اساس تجزیه و تحلیل حساسیت و ویژگی تشخیصی، برش های 80 (تیتر) و 85 (%FR) به ترتیب برای تجزیه و تحلیل توافق آزمون برای سنجش FFN و HTNT انتخاب شدند. آزمون کاپا توافق "متوسط" 0.5257 را با فاصله اطمینان 95% 0.461، 0.5904 سنجش برای برش 80 (تیتر) و 85 (%FR) برای سنجش FFN و HTNT

شکل 1. نمودارهای جعبه و ویسکر منحنی های پاسخ آنتی بادی HTNT بر اساس روزهای پس از چالش برای هر گروه درمانی. نوار میانی نشان دهنده مقدار متوسط ​​نتایج به تفکیک هفته است. لولاها (بالا و پایین جعبه) نشان دهنده اولین (Q1) و سوم (Q3) چارک هستند. ناحیه سایه دار محدوده بین چارکی (IQR) را نشان می دهد. سبیل ها به صورت زیر تعیین می شوند: سبیل بالا=Q3 + 1.5∗IQR; سبیل پایین=Q{10}}.5∗IQR. اگر هیچ نقطه داده ای در مقدار محاسبه شده نباشد، نزدیک ترین نقطه داده بعدی به Q1 یا Q3 حد ویسکر است. دایره های باز (◦) نقاط پرت را نشان می دهند. برش 85 با خط چین در 85 در محور y نشان داده می شود.

شکل 2. نمودارهای جعبه و ویسکر منحنی های پاسخ آنتی بادی FFN بر اساس روزهای پس از چالش برای هر گروه درمانی. نوار میانی نشان دهنده مقدار متوسط ​​نتایج به تفکیک هفته است. لولاها (بالا و پایین جعبه) نشان دهنده اولین (Q1) و سوم (Q3) چارک هستند. ناحیه سایه دار محدوده بین چارکی (IQR) را نشان می دهد. سبیل ها به صورت زیر تعیین می شوند: سبیل بالا=Q3 + 1.5∗IQR; سبیل پایین=Q{10}}.5∗IQR. اگر هیچ نقطه داده ای در مقدار محاسبه شده نباشد، نزدیک ترین نقطه داده بعدی به Q1 یا Q3 حد ویسکر است. دایره های باز (◦) نقاط پرت را نشان می دهند. برش 40 با خط چین در ln(40) در محور y نشان داده می شود.

4. بحث

ما فرض می کنیم که کاهش تنوع و یک پاسخ آنامنستیک با ایمنی گله همگن و محافظت در برابر بیماری مرتبط است، حتی اگر علائم بالینی همچنان در گروه PRE همانطور که قبلاً توضیح داده شد مشاهده شد [14]. تأثیر بالینی و شدت بیماری در این حیوانات برای اهداف این مطالعه ارزیابی نشد. این بیماری بین بزرگسالان و نوزادان با علائم بالینی شدیدتر و مرگ و میر در نوزادان نسبت به حیوانات بالغ متفاوت است [1،20]. در حالی که گردش سطح آنتی بادی خنثی کننده به تنهایی محافظتی ایجاد نمی کند [21]، ممکن است برای ارزیابی پاسخ آنتی بادی به دنبال قرار گرفتن در معرض عمدی یا تجویز واکسیناسیون در گله ها استفاده شود. در حالی که عدم وجود ویرمی مشخصه PEDV است، ویرمی در خوکچه‌های تا سن 4 هفتگی گزارش شده است [22،23]. بنابراین، آنتی بادی های خنثی کننده در گردش ممکن است بر سیر بالینی بیماری تأثیر بگذارد [21]. با این حال، ایمنی لاکتوژنیک، به ویژه IgA در ترشحات پستانی، اندازه گیری دقیق تری از حفاظت برای خوکچه ها خواهد بود [21]. سنجش‌های توصیف‌شده در این مطالعه می‌تواند برای نظارت بر آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده سرم پس از تجویز واکسیناسیون در گروه‌های خروس یا گیلت‌ها، علاوه بر جمع‌آوری ترشحات پستانی برای آزمایش IgA لاکتوژنیک/ترشحی استفاده شود. اگر داده های تولید شده از این سنجش ها بتواند کمیت و پایداری ایمنی لاکتوژنیک تولید شده پس از واکسیناسیون را پیش بینی کند، سودمند خواهد بود. با این حال، در مطالعه حاضر مورد تجزیه و تحلیل قرار نگرفت. پاسخ های آنتی بادی IgG سرم به دنبال واکسیناسیون نشان داده شده است که پاسخ IgG آغوز را پیش بینی می کند، اما هیچ ارتباطی بین آنتی بادی های خنثی کننده سرم و ترشحات پستانی وجود نداشت [15]. در حالی که هیچ ارتباطی بین آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده سرم و آنتی‌بادی‌های ترشحات پستانی وجود نداشت، حیوانات واکسینه‌شده در مقایسه با حیوانات کنترل، آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده بالاتری در ترشحات پستانی داشتند [15]. بنابراین، همانطور که توسط، Bjustrom-Kraft، و همکاران پشتیبانی می شود. [15]، اگر آنتی بادی های خنثی کننده سرم بالا باشد، IgG و IgA در ترشحات پستانی نیز ممکن است افزایش یابد. بنابراین، جمع‌آوری نمونه‌های سرم قبل از حرکت ماده‌ها به خانه زایش، استرس و درد ناشی از جمع‌آوری خون و ترشحات پستانی را که ممکن است بر خروس و بستر تأثیر منفی بگذارد، به حداقل می‌رساند [24]. برای کاربران مهم است که بدانند چگونه مقدار برش می تواند بر حساسیت و ویژگی تشخیصی یک سنجش تأثیر بگذارد. افزایش مقدار برش باعث کاهش تعداد نتایج مثبت کاذب و افزایش تعداد نتایج منفی کاذب می شود. برعکس، کاهش مقدار برش باعث افزایش تعداد نتایج مثبت کاذب و کاهش تعداد نتایج منفی کاذب خواهد شد. این دانش به کاربر اجازه می دهد تا انتخاب کند که از کدام مقدار برش برای موقعیت خاص خود استفاده کند. برای این مطالعه، بر اساس نتایج این مطالعه و نتایج قبلی منتشر شده توسط Sarmento و همکاران. [2]، ما 80% FR را برای HTNT و رقت 80 FFN را انتخاب کردیم. در این برش‌ها، ویژگی تشخیصی برای HTNT (97٪) در مقایسه با FFN (76٪) بالاتر است و ارزش اخباری مثبت بالاتری را از HTNT در مقایسه با FFN ارائه می‌کند. همچنین باید درک کرد که ارزش های پیش بینی کننده به شیوع بیماری بستگی دارد [25،26]. در این مطالعه، بر اساس نمونه های طبقه بندی شده، شیوع 32.1 درصد (36 نمونه مثبت و 76 نمونه منفی) بود. با افزایش شیوع، PPV نیز افزایش می‌یابد زیرا حیوان مورد آزمایش (نمونه) احتمالاً مثبت است. با کاهش شیوع، NPV کاهش می یابد. شکل های 3A و B این را برای سنجش های HTNT و FFN در برش های مختلف ارزیابی شده در این مطالعه به دنبال روش های توصیف شده توسط Erb [25] نشان می دهد. بنابراین، هنگام در نظر گرفتن نتایج تشخیصی، باید حساسیت و ویژگی تشخیصی را در نظر گرفت و در صورت استفاده از مقادیر پیش‌بینی، میزان شیوع را در گروه درک کرد.

شکل 3. (الف). مقادیر پیش بینی مثبت برای سنجش HTNT (خطوط سیاه) و FFN (خطوط خاکستری) در برش های مختلف. قطع 90 برای HTNT نشان داده نمی شود. (ب). مقادیر پیش بینی منفی یا سنجش HTNT (خطوط سیاه) و FFN (خطوط خاکستری) در برش های مختلف. برش 20 برای سنجش FFN نشان داده نشده است.

HTNT در مقایسه با FFN از حساسیت و ویژگی تشخیصی بالاتری برخوردار است. هنگام تجزیه و تحلیل نتایج آنتی بادی، این برای به حداقل رساندن تعداد نتایج مثبت کاذب و منفی کاذب ایده آل است. به عنوان مثال، هنگام استفاده از یک برش 80 برای FFN، ما حساسیت 97٪ و ویژگی 76٪ را مشاهده کردیم. این بدان معناست که نتایج منفی کاذب کمی وجود خواهد داشت اما تعداد زیادی از نتایج مثبت کاذب وجود خواهد داشت. اگر نتایج به اشتباه به‌عنوان مثبت طبقه‌بندی شوند، ممکن است به یک تفسیر نادرست منجر شود که گله‌ای آنتی‌بادی‌هایی علیه PEDV دارد در حالی که در واقع اینطور نیست. از آنجایی که HTNT دارای ویژگی‌های تشخیصی و ویژگی‌های بالاتری در برش‌های مختلف است، این روش برای تشخیص آنتی‌بادی‌های PEDV ترجیح داده می‌شود. نتایج از Sarmento و همکاران. [2] ویژگی های تشخیصی بسیار بالاتری برای FFN و حساسیت ها و ویژگی های قابل مقایسه برای HTNT نشان داد. این سنجش های تشخیصی مطابق با آماره کاپا (κ) توافق متوسطی را نشان دادند. یکی از نقاط ضعف κ این است که یک آزمون باید استاندارد طلایی در نظر گرفته شود. هنگام مقایسه دو سنجش ناقص، این می تواند تفسیر κ را منحرف کند. برای این مطالعه، عملکرد تشخیصی سنجش‌ها را در ارتباط با κ مورد ارزیابی قرار دادیم تا مشخص کنیم که آزمون موافق است اما ممکن است کاربرد متفاوتی داشته باشد. یک مزیت اضافی HTNT نسبت به سنجش FFN این است که نتایج HTNT از داده های پیوسته در مقایسه با مقادیر طبقه بندی شده (تیتراسیون) از FFN محاسبه می شود. ماهیت پیوسته داده‌های HTNT امکان تبعیض بیشتر از نتایج نمونه را به منظور توصیف وضعیت آنتی‌بادی خنثی‌کننده خروس‌ها فراهم می‌کند. همانطور که توسط Sarmento و همکاران گزارش شده است. [2]، HTNT دارای زمان خواندن کوتاه‌تری از صفحه 96 چاهی به کمتر از 4 دقیقه است که امکان چرخش سریع‌تر نتایج را فراهم می‌کند. آنتی بادی های سیستمیک در گردش ممکن است به محافظت از خوکچه در برابر عفونت های PEDV کمک کنند [21]. با این حال، هیچ ادبیاتی در مورد اینکه چه مقدار آنتی بادی خنثی کننده در گردش در خروس می تواند حفاظت PEDV را به خوکچه ها بدهد، وجود ندارد. سطوح بالای آنتی‌بادی‌های در گردش منجر به غلظت‌های بالاتر در آغوز می‌شود و محافظت بیشتری را ایجاد می‌کند. ارزیابی بیشتر برای تعیین ارتباط بین زمان جمع‌آوری نمونه‌ها در دوران بارداری و محافظت آنتی‌بادی آغوز در برابر عفونت PEDV ضروری است. ایمنی لاکتوژنیک و مخاطی برای بقای خوک هایی که در معرض PEDV قرار دارند از اهمیت حیاتی برخوردار است. آنتی‌بادی‌ها از طریق محور روده-MG-sIGA در شیر جمع‌آوری می‌شوند و برای ایجاد حفاظت به خوک‌ها منتقل می‌شوند. لانگل و همکاران [27] دریافتند که گولچه‌هایی که در سه ماهه دوم در معرض قرار می‌گیرند، سطوح بالاتری از IgA، IgG و آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده در گردش را در مقایسه با گیلت‌های سه ماهه اول و سوم دارند. علاوه بر این، لانگل و همکاران. [27] دریافتند که خوکچه‌های گوسفندی که در سه ماهه دوم در معرض PEDV قرار گرفتند، نرخ بقای 100٪ در مقایسه با کمتر از 87.2٪ در سایر سه ماهه داشتند که نشان می‌دهد که IgA، IgG و آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده سرم بالا با بقای خوکچه در مواجهه با این بیماری مرتبط هستند. PEDV. اگرچه آنتی بادی های سرمی محافظتی برای PEDV ایجاد نمی کنند، نتایج مطالعه ما نشان می دهد که سطح آنتی بادی خنثی کننده سرم با محافظت در برابر عفونت PEDV مرتبط است. همانطور که قبلا توسط براون و همکاران گزارش شده است. [14]، PEDV در مدفوع به دنبال چالش همولوگ و واکسیناسیون گیلت ها ریخته می شود. مطالعه حاضر از نمونه‌هایی از حیوانات مشابه براون و همکاران استفاده کرد. [14]. همچنین نشان می‌دهد که افزایش آنتی‌بادی خنثی‌کننده سرم پس از مواجهه با چالش یا واکسیناسیون، الگوی ریزش ویروس را تحت تأثیر قرار نمی‌دهد زیرا سطوح آنتی‌بادی پس از چالش و واکسیناسیون افزایش می‌یابد. مطالعات بیشتر برای تأیید اینکه آیا مقدار ویروس ریخته شده در مدفوع با مقدار آنتی بادی خنثی کننده موجود در سرم مرتبط است یا خیر، ضروری است [21].

فواید سیستانچ برای مردان - تقویت سیستم ایمنی بدن

5. نتیجه گیری ها

فرضیه صفر این مطالعه این بود که هیچ تفاوتی در ویژگی‌های تشخیصی دو سنجش آنتی‌بادی خنثی‌کننده PEDV، FFN و HTNT وجود ندارد. نتایج نشان می‌دهد که این سنجش‌ها بر اساس آماره کاپا نسبتاً موافق هستند در حالی که در ویژگی‌های تشخیصی و مقادیر پیش‌بینی آن‌ها بر اساس برش برای سنجش تفاوت وجود دارد. از این سنجش ها می توان برای اندازه گیری پاسخ واکسیناسیون گله استفاده کرد. عدم رد فرضیه صفر نشان می دهد که HTNT تست ارجح برای تشخیص آنتی بادی های خنثی کننده PEDV در سرم است. پس از واکسیناسیون در هر دو گروه PRE و POST، این مطالعه اکثر نتایج را مثبت نشان داد. در گروه PRE، کاهش تنوع بین نتایج نیز به دنبال چالش بود. این نتایج نشان می‌دهد که پزشکان خوکی می‌توانند آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده سرم را اندازه‌گیری کنند تا تعیین کنند آیا واکسن‌های PEDV به درستی در گله تجویز می‌شوند یا خیر.

منابع

1. سیف، ل. وانگ، کیو. ولاسوا، آ. یونگ، ک. Xiao، S. Coronaviruses. در بیماری های خوکی، ویرایش یازدهم. Zimmerman، JJ، Ed. وایلی بلکول: هوبوکن، نیوجرسی، ایالات متحده آمریکا، 2019.

2. Sarmento، LV; پونزوک، ک. تیان، ال. Mora-Diaz، JC; اصلی، RG; باوم، دی اچ. زیمرمن، جی جی. Gimenez-Lirola، LG تشخیص آنتی بادی خنثی کننده ویروس اسهال اپیدمی خوک با استفاده از سیتومتری تصویربرداری با توان بالا. J. Vet. تشخیص دهید. تحقیق کنید. 2020، 32، 324-328. [CrossRef]

3. استیونسون، GW; هوانگ، اچ. شوارتز، کی جی. بارو، ER; سان، دی. مدسون، دی. کوپر، وی.ال. پیلاتزکی، آ. گوگر، پی. اشمیت، بی جی; و همکاران ظهور ویروس اسهال اپیدمی خوک در ایالات متحده: علائم بالینی، ضایعات، و توالی ژنومی ویروسی. J. Vet. تشخیص دهید. تحقیق کنید. 2013، 25، 649-654. [CrossRef]

4. کیم، ی. یانگ، م. گویال، اس ام. Cheeran، MC; Torremorell, M. ارزیابی اقدامات ایمنی زیستی برای جلوگیری از انتقال غیرمستقیم ویروس اسهال اپیدمی خوک. BMC Vet. Res. 2017، 13، 89. [CrossRef]

5. آهنگ، دی اس; اوه، جی اس؛ کانگ، BK; یانگ، جی اس. ماه، اچ جی; یو، اچ اس. جانگ، YS; پارک، BK اثر خوراکی سویه DR13 ویروس اپیدمی اسهال خوک ضعیف شده با سلول Vero. Res. دامپزشک علمی 2007، 82، 134-140. [CrossRef] [PubMed]

6. de Arriba، ML; کارواخال، آ. پوزو، جی. Rubio، P. پاسخ آنتی بادی خاص ایزوتیپ مخاطی و سیستمیک و محافظت در خوک های معمولی در معرض ویروس اسهال اپیدمی خوک بدخیم یا ضعیف. دامپزشک ایمونول. ایمونوپاتول. 2002، 85، 85-97. [CrossRef] [PubMed]

7. فوروکاوا، س. کورودا، ی. Sugiyama، A. مقایسه ساختار بافت شناسی جفت در حیوانات آزمایشگاهی. J. Toxicol. پاتول. 2014، 27، 11-18. [CrossRef] [PubMed]

8. بورن، اف جی; کرتیس، جی. انتقال ایمونوگلوبین های IgG، IgA، و IgM از سرم به آغوز و شیر در خروس. ایمونولوژی 1973، 24، 157-162. [PubMed]

9. Parren، PW; Burton, DR فعالیت ضد ویروسی آنتی بادی ها در شرایط in vitro و in vivo. Adv. ایمونول. 2001، 77، 195-262. [CrossRef]

10. Bjustrom-Kraft, J. وودارد، ک. گیمنز-لیرولا، ال. روتولو، ام. وانگ، سی. سان، ی. لاسلی، پی. ژانگ، جی. باوم، دی. گوگر، پی. و همکاران تشخیص ویروس اسهال اپیدمی خوک (PEDV) و پاسخ آنتی بادی در خوک‌های در حال رشد تجاری BMC Vet. Res. 2016، 12، 99. [CrossRef]

11. اوه، JS; آهنگ، دی اس; یانگ، جی اس. آهنگ، JY; ماه، اچ جی; کیم، تی. پارک، BK مقایسه سنجش ایمونوسوربنت مرتبط با آنزیم با تست خنثی سازی سرم برای تشخیص سروزی عفونت ویروس اسهال اپیدمی خوک. J. Vet. علمی 2005، 6، 349-352. [CrossRef]

12. اوکدا، ف. لیو، ایکس. سینگری، آ. کلمنت، تی. نلسون، جی. کریستوفر-هنینگ، جی. نلسون، EA؛ Lawson، S. توسعه یک ELISA غیرمستقیم، مسدود کردن ELISA، ایمونواسی میکروسفر فلورسنت و روش خنثی سازی کانونی فلورسنت برای ارزیابی سرولوژیک قرار گرفتن در معرض سویه های آمریکای شمالی ویروس اسهال اپیدمی خوک. BMC Vet. Res. 2015، 11، 180. [CrossRef] [PubMed]

13. چن، س. لی، جی. استاسکو، جی. توماس، JT; استنسلند، WR؛ Pillatzki، AE; Gauger، PC; شوارتز، کی جی. مدسون، دی. یون، کی جی؛ و همکاران جداسازی و توصیف ویروس‌های اسهال اپیدمی خوک مرتبط با شیوع بیماری در سال 2013 در میان خوک‌ها در ایالات متحده. جی. کلین. میکروبیول. 2014، 52، 234-243. [CrossRef]

14. براون، ج. رادماچر، سی. بیکر، اس. اثربخشی یک واکسن تجاری اپیدمی ویروس اسهال خوک در کاهش مدت زمان ریزش ویروس در گیلت ها. JSHAP 2019، 27، 256–264.

15. Bjustrom-Kraft، J. وودارد، ک. Giménez-Lirola، L. سرم و پاسخ آنتی بادی ترشح پستان در خوک همه گیر اسهال gilts ایمنی بدن به دنبال واکسیناسیون اسهال اپیدمی خوک. JSHAP 2018، 26، 34-40.

16. دانشگاه ایالتی آیووا. روش آزمایش خنثی سازی فوکوس فلورسنت (FFN) ویروس اسهال اپیدمی خوک (PEDV). سرولوژی 2017، 1-7.

17. دانشگاه ایالتی آیووا. روش آزمایش خنثی سازی ویروس همه گیر اسهال خوک (PEDV) با توان بالا (HTNT). سرولوژی 2017، 1-16.

18. Hierholzer, JC; کیلینگتون، RA; Kangro، HO; Mahy, BWJ Virology Methods Manual; انتشارات دانشگاهی: لندن، انگلستان، 1996; پ. 21.

19. Thrusfield, M. Veterinary Epidemiology, 2nd ed.; Blackwell Science LTD: Hoboken, NJ, USA, 1995; پ. 479.

20. Lee, C. Porcine epidemic diarrhea virus: یک ویروس اپیزوتیک خوکی در حال ظهور و ظهور مجدد. ویرول. J. 2015, 12, 193. [CrossRef]

21. پونزوک، ک. Gimenez-Lirola، LG; ژانگ، جی. آرودا، پ. چن، کیو. Correa da Silva Carrion، L.; ماگتوتو، آر. پینیرو، پی. سارمنتو، ال. وانگ، سی. و همکاران آیا آنتی بادی در گردش نقشی در محافظت از خوکچه ها در برابر ویروس اسهال اپیدمی خوک دارد؟ PLoS ONE 2016, 11, e0153041. [CrossRef]

22. Niederwerder، MC; نیفلد، جی سی. بای، جی. پدیردی، ال. بریزیل، بی. اندرسون، جی. کریگان، MA; آن، ب. Oberst، RD; کرافورد، ک. و همکاران محلی سازی بافت، ریزش، حمل ویروس، پاسخ آنتی بادی، و انتقال آئروسل ویروس اسهال اپیدمی خوک پس از تلقیح خوک های تغذیه کننده 4-هفته ای. J. Vet. تشخیص دهید. سرمایه گذاری. 2016، 28، 671-678. [CrossRef]

23. مدسون، دی.م. آرودا، PH; Magstadt، DR; بارو، ER; هوانگ، اچ. سان، دی. Bower، LP; بنداری، م. Gauger، PC; استیونسون، GW; و همکاران شناسایی ویروس اسهال اپیدمی خوک در ایالات متحده/آیووا/18984/2013 در خوکچه‌های یک روزه محروم از آغوز مشتق از سزارین. دامپزشک پاتول. 2016، 53، 44-52. [CrossRef]

24. ماینو، ای. Manteca, X. درد و ناراحتی ناشی از زایمان در گاو و خروس. Appl. انیمیشن. رفتار علمی 2011، 135، 241-251. [CrossRef]

25. Erb, HN احتمال قبلی (پیش آزمون بهترین حدس) بر ارزش های پیش بینی تست های تشخیصی تأثیر می گذارد. دامپزشک کلین پاتول. 2011، 40، 154-158. [CrossRef] [PubMed]

26. تنی، س. هافمن، شیوع MR. در StatPearls; StatPearls Publishing: Treasure Island, FL, USA, 2022. 27. Langel, SN; Paim، FC; آلهامو، MA; باکلی، ا. ون گیلن، ای. Lager، KM; ولاسوا، AN; سیف، LJ مرحله بارداری در خوک اپیدمی عفونت ویروس اسهال خوکی باردار بر ایمنی مادر و حفاظت ایمنی شیرده در خوکچه های شیرده نوزاد تاثیر می گذارد. جلو. ایمونول. 2019، 10، 727. [CrossRef] [PubMed]