توسعه واکسن بیماری پا و دهان و چالش‌ها در ایجاد ایمنی طولانی‌مدت: روندها و دیدگاه‌های کنونی

خلاصه:

بیماری تب برفکی (FMD) یک بیماری ویروسی بسیار مسری در دام است که توسط جنس ویروس بیماری پا و موش ایجاد می شود: آفتوویروس، که تأثیر اقتصادی جدی هم بر کشاورزان فردی و هم بر اقتصاد ملی دارد. بسیاری از تلاش‌ها برای توسعه واکسن برای FMD نتوانستند ایمنی استریل ایجاد کنند. روش های کلاسیک تولید واکسن به دلیل تجمع انتخابی جهش ها در اطراف محل های آنتی ژنی و اتصال بود. بازگشت عامل با انتخاب مثبت و ازدحام شبه گونه ها، استفاده از این روش برای استفاده در مناطق غیر بومی غیر قابل استفاده است. تضعیف شیمیایی با استفاده از اتیلن ایمین باینری (BEI) از یکپارچگی کپسید محافظت می کند و ایمنی مشخصی در برابر سویه چالش ایجاد می کند.

بیماری تب برفکی یک بیماری ویروسی است که سیستم ایمنی بدن حیوانات را تحت تأثیر قرار می دهد. ویروس تب برفکی می تواند به سلول های حیوانی حمله کند، غشای سلولی و اندام های داخلی را از بین ببرد، عملکرد ایمنی حیوان را مختل کند و آن را مستعد ابتلا به عفونت های دیگر پاتوژن کند.

در عین حال، واکسیناسیون واکسن بیماری تب برفکی می تواند ایمنی حیوانات را بهبود بخشد و آنها را در برابر ویروس مصون سازد. پس از موفقیت آمیز بودن واکسیناسیون، حیوان آنتی بادی تولید می کند و هنگامی که دوباره در معرض ویروس تب برفکی قرار می گیرد، می تواند به سرعت پاسخ ایمنی ایجاد کند و به طور موثر از عفونت بیشتر ویروس و ایجاد بیماری جلوگیری کند. رخ دادن.

بنابراین، بهبود ایمنی حیوانات، به ویژه از طریق واکسیناسیون در برابر FMD، ابزار مهمی برای پیشگیری از FMD ​​است. در عین حال، مدیریت علمی تغذیه و بهداشت، و اقدامات پیشگیری از بیماری همه گیر نیز می تواند به کاهش شیوع ویروس و بروز بیماری تب برفکی کمک کند. از این منظر، ما باید به این فکر کنیم که آیا بدن انسان نیاز به توجه به بهبود ایمنی دارد یا خیر. سیستانچ می تواند به طور قابل توجهی ایمنی انسان را بهبود بخشد. سیستانچ همچنین دارای اثرات ضد ویروسی و ضد سرطانی است که می تواند توانایی سیستم ایمنی را برای مبارزه و بهبود ایمنی بدن تقویت کند.

روی مزایای cistanche tubulosa کلیک کنید

آنتی ژن های ویروسی که به طور شیمیایی سنتز شده اند یا در ویروس ها، پلاسمیدها یا گیاهان بیان شده اند در واکسیناسیون حیوانات آزمایش شدند. واکسن‌های DNA که آنتی ژن‌های پروتئینی ساختاری یا غیرساختاری را بیان می‌کنند برای ایمن‌سازی حیوانات آزمایش شده‌اند. استفاده از اینترلوکین ها به عنوان یک کمک ژنتیکی برای واکسن های DNA تأثیر امیدوارکننده ای دارد. در حالی که چالش های القای ایمنی استریل در پروتئین های غیر ساختاری (NS) FMDV نهفته است که مسئول آپوپتوز سلول های دندریتیک هستند و اثرات منفی بر پاسخ های لنفوپرولیفراتیو دارند که منجر به سرکوب گذرا سیستم ایمنی می شود. علاوه بر این، تخریب قاچاق پروتئین میزبان توسط پروتئین‌های غیرساختاری، تکثیر سلول‌های T CD8 را سرکوب کرد. این بررسی سعی کرد به رویکردهای متعدد برای آزمایش‌های ساخت واکسن و گلوگاه‌های تولید ایمنی استریل بپردازد.

کلید واژه ها:

واکسن FMD، ایمنی طولانی مدت، ایمنی استریل.

زمینه

بیماری تب برفکی (FMD) یک عفونت ویروسی بسیار مسری در دام است که توسط ویروس بیماری پا و موش، جنس: آفتوویروس و خانواده Picornaviridae ایجاد می‌شود. که زیان های اقتصادی شدیدی را به همراه دارد. VP1، VP3، و VP{7}}، پنج مورد از آنها به یک پنتامر 12S مونتاژ می شوند. در حالی که کپسید ویروسی 75S از تجمع 12 پنتامر تشکیل می شود، آنتی ژن 146S ویروس کامل بیماری پا و دهان (FMDV) گزارش شده است که ویژگی آنتی ژنی بسیار مشابهی با کپسید ویروسی دارد. 8،9 پا و -ویروس بیماری دهان دارای دامنه میزبانی وسیع، نرخ بالای تنوع ژنتیکی و تفاوت های آنتی ژنی زیادی است و دارای هفت سروتیپ (A, O, C, Asia1, SAT1, SAT2, و SAT3) و بیش از 100 سروتیپ است. به دلیل ازدحام شبه گونه ها، هر ساله انواع جدیدی نیز ظاهر می شود. هیچ ایمنی متقاطع ناشی از هفت سروتیپ وجود ندارد. همچنین فقط یک مصونیت متقاطع جزئی بین زیرگروه‌های مختلف سروتیپ مشابه وجود دارد.11 تنوع در و چندشکلی FMDV، پیشگیری و کنترل FMD را بسیار دشوار کرده است.10 پروتئین‌های FMDV نوترکیب آدنوویروس بیان‌کننده P12A و 3C سروتیپ‌های مختلف دارند. اثر محافظتی نشان داده است.12-14

واکسن‌های غیرفعال کلاسیک دارای کاستی‌های زیادی هستند، از جمله ناپایداری حرارتی، ایمنی کوتاه‌مدت، هزینه بالا، خطر ترکیب مجدد با سویه‌های وحشی و بازگشت بیماری‌زایی.11،15،16

علیرغم 90 سال تحقیق، هیچ واکسنی موثری که مصونیت استریل و جامد برای FMD ایجاد کند وجود ندارد، اما این بیماری در مناطق وسیعی از کره زمین به صورت انزووتیک باقی می ماند. بسیاری از تلاش‌ها برای ایجاد واکسن علیه FMD نتوانستند مصونیت استریل ایجاد کنند، با محافظت کمی از سروتیپ متقاطع، و مدت زمان کافی ایمنی.17 روش‌های کلاسیک تولید واکسن، مانند عبور سریال از ویروس در کشت سلولی،18 در موارد غیرمجاز. حیوانات و میزبان طبیعی آن توانستند ویروس را تضعیف کنند. این به دلیل تجمع انتخابی جهش ها در اطراف محل های آنتی ژنی و اتصال است. 19-21 با این حال، استفاده از برگشت عامل با انتخاب مثبت و روش ازدحام شبه گونه ها برای استفاده در مناطق غیر بومی غیر قابل استفاده است. فن‌آوری‌های پروتئینی، تحقیقات را با اصلاح گیرنده‌های اینتگرین، 23، با استفاده از پپتیدهای مصنوعی که می‌توانند پاسخ ایمنی صریح را در حیوان القا کنند، بهبود بخشیده است. ایجاد ایمنی هومورال. 25 استفاده از اینترفرون نوترکیب (IFN) و اینترلوکین 18 گاوی (IL{15}}) به عنوان کمکی باعث افزایش ایمنی طولانی مدت در حیوانات آزمایشگاهی شده است.26،27

اخیراً، واکسن‌های DNA ناقل زنده نوترکیب، القاکننده‌های قوی لنفوسیت‌های T سیتوتوکسیک (CTL) هستند، 28،29 برای بیان این اثر در FMD یک ادجوانت مناسب ضروری است. و پاسخ ایمنی سلولی حیوان.

مشکل گلوگاه در القای ایمنی استریل و طولانی مدت با تخریب قاچاق پروتئین میزبان توسط پروتئین های غیرساختاری (NS) به ویژه 3A مختل می شود، بنابراین یک تمایز خوشه ای 8 مثبت (CD8 به علاوه) پاسخ سلول T را ایجاد نمی کند. CTL ضعیف و ویروس در حیوان باقی می‌ماند. گیرنده‌های اینتگرین که واسطه آپوپتوز سلول‌های دندریتیک مشتق از مغز استخوان (DC) هستند، ایمنی ذاتی میزبان را مختل می‌کنند. یا تولید IFN توسط سلول های بیان کننده CD8، اما بسیاری از CD8 به علاوه لنفوسیت های بیان کننده که CTL نیستند، IFN تولید می کنند، از جمله سلول های کشنده طبیعی (NK) و زیر مجموعه هایی از سلول های T گاما دلتا (δ). 35-37

با توجه به Oh و همکاران، 38 پاسخ IFN را می توان در گاوهای واکسینه شده که سطح بالایی از تیتر آنتی بادی خنثی کننده ویروس را در گردش خون در روز چالش نشان داده اند، دوباره تحریک کرد، که ارتباط مستقیمی با حفاظت ناشی از واکسن با IFN دارد. - و آنتی بادی خنثی کننده علاوه بر این، سلول های CD4 پلاس T فنوتیپ اصلی شکوفا و سلول های تولید کننده IFN هستند. با این حال، در عفونت طبیعی، لنفوپنی وجود داشت که با اوج ویرمی و پاسخ سرمی IFN همپوشانی داشت، در حالی که تعداد پلاسموسیت‌های DC (pDC) در داخل بدن و ترشح IFN- pDC در شرایط آزمایشگاهی به طور خلاصه در عرض 2 روز پس از عفونت کاهش یافت. تولید IFN- از DCs مشتق از مونوسیت (MoDCs) و DCs مشتق از پوست (DCs پوست) در مرحله حاد عفونت خوکی مهار می شود.40 همچنین القای آپوپتوز در سلول های دندریتیک نابالغ توسط FMDV وجود داشت. با افزایش تولید آنتی‌بادی و تکثیر سلول‌های T، سطوح بالاتری از فعالیت CTL و بیان IFN در سلول‌های CD8 T توسط الیگونوکلئوتیدهای مصنوعی به‌عنوان ادجوانت‌های واکسن مخاطی به دست آمد. هدف اصلی این مقاله بررسی روند توسعه واکسن FMD و چالش هایی برای ایجاد ایمنی استریل و طولانی مدت

واکسن ضعیف و غیر فعال

تلاش‌های زیادی برای بهبود واکسن‌های زنده ضعیف شده FMD با روش‌های مرسوم مانند پاساژ سریال در حیوانات غیرمجاز یا کشت سلولی انجام شد. تضعیف با عبور در گونه های غیر حساس، مانند موش، خرگوش، و تخم های جنینی به دست آمد تا زمانی که قدرت حدت در گاو را از دست داد. پاساژهای سریالی FMDV C-S8c1 در تعدد بالای عفونت در کشت سلولی منجر به ژنوم معیوب (C-S8p260) شد که کاملاً برای موش ها در برابر چالش کشنده با FMDV C-S8c1 محافظت می کرد و برای خوکی پس از واکسیناسیون با یک دوز واحد ایمن بود. از C-S8p260.42 همچنین تیترهای بالایی از آنتی بادی های خنثی کننده و سلول های T را در خوکی ایجاد کرد.42

انتقال تماس سریالی جدایه O Taiwan 97 بسیار بیماری زا و سازگار با خوک در خوکی به طور قابل توجهی باعث کاهش حدت پس از گذر چهاردهم خوک و لغو آن پس از پاساژ 16 شد. (1D) گذرا بودند. ساخت واکسن FMD در میزبان‌های غیرمجاز ممکن است عامل را به استفاده از گیرنده‌های سلولی دیگر غیر از Arg-GlyAsp (RGD) تحریک کند، آزمایش پلاک در تست BHK 21 ممکن است منفی نشان دهد در حالی که ویروس سالم است.43 جایگزینی اسید آمینه زنجیره های جانبی واقع در نزدیکی بین زیر واحد کپسید توسط یک اسید آمینه دیگر می توانند پیوندهای دی سولفیدی یا برهمکنش های الکترواستاتیکی بین رابط های زیرواحد ایجاد کنند و با افزایش تحمل حرارتی سویه های واکسن، با استفاده از روش های فعلی، واکسن های FMD، برای عفونت پیش بینی یا شروع می شوند. که کمتر به یک زنجیره سرمای ایده آل وابسته هستند. سویه‌های FMDV C-S8p260 قطعه‌بندی شده‌اند و همچنین دارای قابلیت تکثیر هستند که می‌تواند اساس تضعیف واکسن‌ها را با دو مانع ایمنی فراهم کند.

اکثر تحقیقات نشان می‌دهند که غیرفعال‌سازی FMDV مدل حیوانی با استفاده از جایگزینی اسید آمینه در 2C در C-S8c1 قابل تشخیص نبود، اما در نسبت کمی از FMDV سازگار با خوکچه هندی وجود داشت. معرفی مجدد ویروس سازگار با خوکچه هندی به خوک ها. این یافته‌ها نشان می‌دهند که چگونه معرفی ویروس‌های نوع اقلیتی در یک میزبان مصنوعی ممکن است به تسلط خود در زمانی که گونه میزبان اصلی آلوده می‌شود، افزایش یابد. 22

غیرفعال سازی ویروس با استفاده از فرمالین و اندونوکلئاز به ترتیب قادر به غیرفعال کردن ویروس و تخریب مکان های آنتی ژنی نیست. گیرنده‌های سلولی غیرفعال FMD، اینتگرین‌ها، برای اتصال و درونی‌سازی به سلول‌های کشت‌شده استفاده می‌شوند، برهمکنش توسط یک باقی مانده اسید آمینه واقع در حلقه GH پروتئین کپسید VP1 انجام می‌شود. آنتی‌بادی‌های مونوکلونال اختصاصی FMDV یا یک پپتید مصنوعی اتصال BEI- را نشان دادند FMD غیرفعال شده بوسیله هم‌محلی‌سازی آن‌ها با پروتئین نشانگر در BHK{10}}، با واسطه موتیف اتصال اینتگرین RGD، درونی شدند. غیرفعال سازی BEI، معماری ویریون حفظ شده، و گیرنده هایی که از درونی سازی ویروس در سلول های کشت شده حمایت می کنند، و همچنین در داخل بدن، با شناسایی اینتگرین انجام می شود، 47،52،53، با این حال، کمی سازی کل ویروس در مقایسه با فرمالین حداقل نتیجه را نشان می دهد. غیر فعال سازی (65-71.6 درصد)، در حالی که غیرفعال سازی BEI 44.2 درصد 0.49 است.

عبور متوالی FMDV نوع C از خوک و خوکچه هندی، و نگهداری در موش خوکی و شیرخوار، منجر به جایگزینی اسید آمینه می شود (I2483T در 2C، Q443R در 3A، و L1473P در VP1). اسید آمینه جایگزین شده (L1473P)، در کنار موتیف RGD متصل به اینتگرین، رشد ویروس را در رده های سلولی مختلف از بین برد و آنتی ژنی آن را تغییر داد.47 مطالعه دیگری که توسط Burman و همکاران انجام شد نشان داد که یک اسید آمینه منفرد در RGD تغییر می کند. سایت های پلاس 1 و RGD به علاوه 4 اتصال ویروس و عفونت را که توسط v 6 یا v 8 تسهیل می شود، مهار می کند، اما ویروس از v 3 برای اتصال سلولی استفاده می کند. جایگزینی با متیونین یا آرژنین در محل اتصال مهارکننده های موثری برای v 6 هستند. دو باقیمانده لوسین در نقاط RGD به علاوه 1 و RGD به علاوه 4 اتصال وابسته به ساختار را بلافاصله C ترمینال به RGD تثبیت کردند. اتصال مقاوم به EDTA به RGD20,54 v 6 یک علامت مشخص است و پیش‌بینی می‌شد که مجموعه پایدار با گیرنده سلولی آن عفونی‌پذیری قابل توجهی از FMDV ایجاد کند.

جایگزینی آلانین با لوسین ها در موقعیت های اول و چهارم در جایگاه های RGD به علاوه 1 و RGD به علاوه 4 منجر به مهار اتصال ویروس و اتصال ویروس به v 6 یا v 8 می شود. با این حال، ویروس از v 3 برای ورود به سلول استفاده می کند.20 در حالی که سویه های سازگار با کشت سلولی از پروتئوگلیکان های سولفات هپاران (HSPG) به عنوان یک گیرنده جایگزین استفاده می کنند. تأیید اکتودومین آنها و وضعیت اتصال لیگاند اینتگرین ها یک عامل مهم برای تروپیسم برای ویروس ها است.

ویروس های متصل شونده به سولفات هپاران DC را به طور موثر درونی می کنند اما آنتی ژن را به لنفوسیت ها ارائه نمی کنند و باعث ایجاد پاسخ IgG اختصاصی FMDV می شود.55 این نتایج نشان می دهد که درونی سازی DC FMDV برای ویروس های واکسن با ظرفیت اتصال به HS کارآمدتر است، اما اتصال HS یک اتصال نیست. نیاز انحصاری

فشار انتخابی اعمال شده توسط پاسخ ایمنی هومورال میزبان نقش مهمی در انتخاب و تثبیت انواع آنتی ژنی FMDV دارد که منجر به تغییر در تروپیسم سلولی می شود. در شرایط آزمایشگاهی، آزمایش‌ها نشان داد که عبور موازی FMDV در حضور سرم‌های همولوگ زیر خنثی‌کننده منجر به حفظ جهش‌ها می‌شود. با این حال، انتشار FMD نوع A24 که حاوی یک توالی SGD در محل اتصال گیرنده سلولی بود در گاو تلقیح شد. ویروس در سلول‌های BHK-21 ضعیف رشد کرد و توالی در طول تکثیر در سلول‌های BHK{5}} که اینتگرین V6 گاوی (BHK3 V 6) را بیان می‌کنند، و همچنین در گاوهای تلقیح شده و تماسی به‌طور پایدار حفظ شد. .56

از دو زنجیره انتقال مستقل در گاو، تغییرات ژنومی به دلیل عبور متوالی در سویه FMDV سازگار با سلول BHK-21-(پیوند سولفات هپاران) وجود دارد. یک نوع وحشی با یک جهش اسید آمینه در VP{3}} به سرعت برای تکثیر ویروسی در داخل بدن انتخاب شد.57

ژن‌های حذف پروتئین NS را کد می‌کنند که برای تکثیر ویروس در شرایط آزمایشگاهی حیاتی نیست، یک تکنیک جایگزین برای تولید واکسن‌های ضعیف شده زنده است. با این حال، برای اینکه به عنوان یک واکسن مفید باشد، این ویروس حذف باید همچنان بتواند در حیوانات حساس تکثیر شود. مزیت این رویکرد، در مقایسه با روش کلاسیک تضعیف، که عموماً جهش‌ها را در تعداد محدودی از مکان‌ها معرفی می‌کند، این است که خطر بازگشت به حدت به میزان قابل‌توجهی کاهش می‌یابد58، و پروتئین‌های NS اپی توپ‌های سلول T قوی هستند.

این اثر در سویه‌های واکسن FMDV اصلاح‌شده ژنتیکی با جایگزینی اسید آمینه در محل‌های آنتی‌ژنی، با خواص رشدی مشابه با ویروس وحشی نشان داده شده است که به طور کامل از حیوان در برابر چالش محافظت می‌کند اما با توانایی تکثیر در شرایط آزمایشگاهی.60

واکسن اورژانسی FMD با دو روغن کمکی کاهش ویرمی و سایه زنی ویروس را نشان داد و هیچ علائم بالینی نشان نداد. IL-6، IL-8، و IL-12 در حیوانات واکسینه شده به طور مداوم تشخیص داده شد. ، TGF، و اینترفرون شناسایی نشد. این نشان می دهد که واکسن یک پاسخ التهابی سیستمیک و همچنین افزایش سیستمیک فعالیت لنفوسیت T را القا نمی کند، که به محافظت کوتاه مدت در برابر FMD مربوط می شود.

IL نوترکیب انسانی{0}} یک القاکننده ایمنی هومورال قوی در واکسن FMD مدل موش است. 62 حیوانات واکسینه شده به مدت 7 تا 8 ماه و سطوح سیستمیک سیتوکین ها مثبت می مانند (IL{4}}، IL{{5). }} و IL-12) پس از واکسیناسیون افزایش یافت.63

کپسیدهای ویروسی خالی

کپسیدهای ویروسی خالی، که به عنوان ذرات ویروس مانند (VLP) نیز شناخته می شوند، کل مجموعه ای از سایت های ایمونوژنیک موجود بر روی ویروس های دست نخورده را تشکیل می دهند، اما فاقد اسیدهای نوکلئیک عفونی هستند و شامل شبیه سازی ژنوم ویروسی ضروری برای سنتز، پردازش و جمع آوری ویروس می شوند. پروتئین‌های ساختاری به کپسیدهای ویروسی خالی (ژن‌های کدکننده P{1}A و 3Cpro؛ شکل 1).

استفاده از واکسن کپسید خالی یک کاندید امیدوارکننده است زیرا استفاده از ویروس را در تولید واکسن دور می‌زند و ترکیب اپی توپ‌ها را حفظ می‌کند. سلول‌های پستانداران در حال رشد بدون تعلیق برای بیان ژن گذرا (TGE) کپسیدهای خالی نوترکیب FMDV استفاده شده است.

واکسن زیر واحد

واکسن زیر واحد حاوی آنتی ژن های ویروسی است که از طریق استخراج شیمیایی یا بیان زیستی حداقل مقدار آنتی ژن های غیر ویروسی در محیط کشت جمع آوری شده است. و پیشرفت های اخیر در ویروس شناسی ساختاری.71

در تلاش‌های اخیر برای ایجاد واکسن‌های ضعیف‌شده، از مهندسی ژنتیک برای جهش بخشی از ژنوم یا از بین بردن ناحیه کدکننده پروتئین VP1 استفاده شده است. با استفاده از DNA نوترکیب، ویروسی با محل اتصال گیرنده RGD در VP1 که FMDV حذف شده ساخته شد. القاء عفونت.73

پروتئین کپسید VP1 FMDV و ناحیه کربوکسی ترمینال VP1 دارای یک حلقه G-H است که بسیار ایمنی زا است و مربوط به اپی توپ های سلول B است. یک پپتید سنتز شده شیمیایی متشکل از نواحی (بقایای 141 تا 158) پروتئین پوشش دهنده ویروس (VP1) از سروتیپ O FMDV سطوح بالایی از آنتی بادی خنثی کننده را برانگیخته و از گاوها در برابر تلقیح داخل پوستی ویروس عفونی محافظت می کند که اهمیت G را نشان می دهد. - حلقه H در القای پاسخ ایمنی هومورال. VP1 همچنین شامل منطقه بیش متغیر و سایت ایمنی است. بهره برداری از سایت می تواند پایه ای برای ایمنی زایی گسترده باشد

ترکیب IFN به عنوان یک ادجوانت ژنتیکی منجر به تاخیر در شروع علائم بالینی و شروع ویرمی شد.75 یک باکولوویروس کرم ابریشم نوترکیب که پروتئاز P{1}A و 3C FMDV آسیا 1 را کد می کند، قادر به تولید آنتی بادی های خاص بود. در حیوانات واکسینه شده و پس از چالش با یک ویروس همولوگ بدخیم محافظت شدند و علائم بالینی کاهش یافت و به تعویق افتاد.

یک دوز واحد از آدنوویروس معیوب 5 (Ad5) حاوی P1 و ناحیه کدکننده 3C سروتیپ A FMDV (Ad5A24) القا شد، آنتی بادی ها را خنثی می کند و خوکی را در برابر چالش های همولوگ محافظت می کند. .

هم برای ویروس واکسینیا و هم برای بیان کپسیدهای خالی سروتیپ A که مبتنی بر باکولوویروس است. این روش برای تولید آنتی ژن واکسینال دارای جهش های منطقی طراحی شده است.

ناقل آدنوویروس نوع 5 انسانی بیان کننده پروتئین کپسید (P{1}}A و پروتئاز ویروسی جهش یافته 3C) ایمنی هومورال، سلولی و مخاطی قابل توجهی را در موش های BALB/c ایجاد می کند. واکسیناسیون خوکچه هندی باعث ایجاد آنتی بادی های خنثی کننده قابل توجهی و آنتی بادی های ایمونوگلوبولین A ضد FMDV (IgA) با محافظت 100 درصدی خوکچه هندی در برابر چالش شد.

یک آدنوویروس سگ نوترکیب نوع 2 (CAV2) بیان کننده پروتئین های کپسید (P1/3C) (شکل 1) قادر به ایجاد یک پاسخ ایمنی هومورال قوی در خوکچه هندی بود. با این حال، پروتئین VP1 بیان کننده آدنوویروس سگ نوع 2 (CAV2) پاسخ آنتی بادی پایدار را در خوکچه هندی یا موش ایجاد نکرد.

خوکی واکسینه شده با آدنوویروس 5 با تقویت کننده سیتومگالوویروس کد کننده A24-2B (Ad5-CI-A24-2پیش از میلاد) یک پاسخ آنتی بادی خنثی کننده اوج با 7-14 dpv ایجاد کرد و تولید IgM بالاتری را در 7 dpi.14 یک پروموتر سیتومگالوویروس اصلاح شده کارایی ناقل را افزایش داد و برای افزایش عفونت سلولی در کشت سلولی پیشرفت کرد، گروه دریافت کننده واکسن پس از چالش کاملاً محافظت شد.

تلقیح عضلانی موش با مواد نوترکیب، پروتئین کپسید نوترکیب باکولوویروس FMDV شبیه‌سازی شده با تقویت‌کننده اولیه سیتومگالوویروس به عنوان یک پروموتر (CMV-IE) و ناحیه کدکننده ایمونوژن سلول T با اپی توپ‌های سلول T، به طور موثر آنتی‌بادی‌های خنثی‌کننده و اینترفرون گاما را القا کردند. IFN-).80 P{5}}A و 3C نواحی کدکننده FMD سروتیپ A FMD بیان شده در شفیره کرم ابریشم (Bombyx mori) قادر به القای تیترهای بالایی از آنتی بادی های خاص بودند و کاملاً در برابر چالش ویروس همولوگ بدخیم محافظت می کنند.

سیستم پپتید آنتی ژنی چندگانه در مقایسه با پپتید خطی منفرد آنتی ژن های واکسینال FMD بسیار ایمن زا است.82 پپتیدهای دندریمر مصنوعی، که دارای دو نسخه از سایت آنتی ژنی B-سلول B اصلی FMDV [VP1 (140-158)] هستند، به طور کووالانسی مرتبط هستند. نشان داده شده است که به سایت آنتی ژنی هتروتیپی سلول T از پروتئین غیر ساختاری 3A [3A (21-35)] از خوک ها در برابر چالش ویروسی محافظت می کند. اپی توپ سلول T همچنین پاسخ های آنتی بادی خنثی کننده و IFN- را بهبود بخشیده است. 84 در 70 درصد خوک های واکسینه شده با B2T، محافظت کامل - بدون هیچ نشانه بالینی بیماری - پس از چالش ویروس در روز 25 پس از ایمن سازی مشاهده شد.84

واکسن های DNA

محل ورود ریبوزوم داخلی ویروس انسفالومیوکاردیت (EMCV) حذف شده است و ژن L که در خاموش شدن سلول با پروتئولیز eIF46,85 نقش دارد حذف شده و EMCV IRES که نشان داده شده است کارایی بیان را افزایش می دهد، حذف شده است. در بالادست توالی‌های P1 وارد شده است.{3}} واکسن DNA کد کننده P{4}}A و GM-CSF به عنوان یک آنتی‌بادی خاص و خنثی‌کننده قوی FMDV ناشی از ادجوانت، و همچنین سیتوکین‌های IL را پوشش می‌دهد-8 و تولید IFN در خوک.87

واکسن‌های DNA مبتنی بر ژن‌های کوچک ویروسی مربوط به سه اپی توپ اصلی FMDV سلول B و T VP1 (توالی اسید آمینه 133-156){5}}A (توالی اسید آمینه 11-40) و VP4 (20-34) محافظت از موش، در غیاب آنتی بادی های خاص در زمان چالش.88

تزریق داخل بینی واکسن FMDV DNA. استفاده از کیتوزان به عنوان وسیله انتقال و IL{0}} به عنوان کمک مولکولی، پاسخ ایمنی مخاطی و سیستمیک را با افزایش ایمنی سلولی (CMI) القا کرده است، همانطور که با سطح بالاتر تکثیر سلول T، پاسخ CTL نشان داده شده است. و بیان IFN- در هر دو سلول CD4 پلاس و CD8 پلاس T. 73

موش‌های واکسینه‌شده با پلاسمید بیان‌کننده VP1 و IL9 به‌عنوان ادجوانت ژنتیکی و با ایجاد مکانیسم ضد آپوپتوز، پاسخ هومورال قوی، سطح بالایی از IFN- و پرفورین را در سلول‌های CD8 به علاوه T ایجاد کردند، اما نه با IL{6} } در این سلول های T. IL{8}} بیان ژن Beclin را افزایش داد و از آپوپتوز سلول های T جلوگیری کرد.89

مطالعه دیگری نشان داد که واکسن VP1 DNA بیان‌کننده اینترلوکین{1}} و IFN- که به‌عنوان ادجوانت‌های مولکولی استفاده می‌شود، پاسخ‌های سلولی خاص آنتی ژن را بهبود بخشیده است. همچنین باعث ایجاد تیتر بالایی از IgG2a/IgG1، IFN-، IL{8}} و بلوغ سلولی دندریتی شد.90

با استفاده از IL{0}} به عنوان یک ادجوانت ژنتیکی در رمزگذاری واکسن DNA، دو اپی توپ FMDV VP1 (باقی مانده اسید آمینه 141-160 و 200-213) که شامل چندین اپی توپ هستند، باید هم تکثیر سلول T و هم آنتی بادی خنثی کننده علیه FMD را در خوکی ایجاد کنند. با استفاده از IL-2 به عنوان یک ادجوانت ژنتیکی.91،92

خوک‌هایی که با پلاسمید واکسن ضد FMDV DNA کد کننده P{1}A3C3D و یک پلاسمید بیان‌کننده پلاسمید «فاکتور فعال‌کننده سلول B متعلق به خانواده TNF» (BAFF) باعث فعال‌سازی بلوغ سلول‌های B و تعویض کلاس ایمونوگلوبولین شدند.

یک واکسن DNA مبتنی بر کپی با تقویت منظم یک استراتژی واکسن کارآمد در برابر FMDV ارائه می‌کند. 94 الحاق اهداف آنتی ژنی مختلف در واکسن‌های DNA یک راه عالی برای ساخت یک کوکتل آنتی ژن در یک فرمول واکسن است. موش های ایمن شده با سه پلاسمید کد کننده آنتی ژن ویروس تب برفکی (FMDV)، ویروس کاذب (PRV) و ویروس تب کلاسیک خوکی (CSFV) نتایج امیدوارکننده ای را نشان داده اند.

تلقیح داخل عضلانی خوکچه هندی با پلاسمیدهای DNA بیان کننده FMDV حاوی توالی سیگنالی از ژن IgG خوکی تلقیح شده، پاسخ آنتی بادی خنثی کننده را نشان داد و تکثیر سلول های طحال پس از تقویت افزایش یافت، اما حیوانات از چالش ویروسی محافظت نشدند.

واکسن DNA کد کننده اپی توپ سلول T و اپی توپ سلول B از سایت های 135-167 VP1 و سایت 1 شامل 141-160 منطقه (حلقه G-H) و پایانه کربوکسیل VP1 از FMDV نوع O پاسخ ایمنی سلولی قوی را برانگیخته است. همانطور که با استفاده از روش تکثیر سلول T مشاهده شد.97

تحویل داخل بینی واکسن FMDV DNA کد کننده پروتئین کپسید، PLGA کاتیونی (پلی (لاکتید-کو-گلیکولید) به عنوان یک وسیله نقلیه، و IL{2}} گاوی به عنوان یک کمک ژنتیکی، پاسخ های ایمنی مخاطی و سیستمیک را در حیوانات واکسینه شده نشان داده است.

واکسن DNA بیان کننده پروتئین کپسید (P{0}}A، 3C، و 3D) که با pGM-CSF پر شده و با آنتی ژن غیرفعال FMDV تقویت شده است، سطح قابل توجهی از واکنش بین سروتیپ را در خوک های واکسینه شده نشان داد. سطح قابل‌توجهی از واکنش‌پذیری متقاطع سروتیپ علیه A، C و Asia1 در تست‌های خنثی‌سازی ویروس و الایزا گزارش شد. با این حال، واکسن DNA بیان‌کننده پروتئین VP1 و تولید RNA آنتی‌سنس هدف‌مند به 5'UTR FMDV، پاسخ ایمنی خاصی را در واکسینه‌شده القا کرد. موش.72

واکسن DNA حاوی VP1 همراه با IL{1}} (ادجوانت مولکولی) IgA ترشح شده از مخاط و IgG سرم و ایمنی با واسطه سلولی (CMI) را تقویت کرد، همانطور که با سطوح بالاتر تکثیر سلول های T اختصاصی آنتی ژن، لنفوسیت T سیتوتوکسیک اثبات شده است. پاسخ (CTL) و بیان بالاتر IFN- در سلول‌های CD4 پلاس و CD8 پلاس T که به طحال و مکان‌های مخاطی اطلاع می‌دهند.

واکسن های نوترکیب با ترکیب مجدد ابرخانواده Ig میزبان ساخته می شوند و اپی توپ های ویروسی پاسخ ایمنی هومورال و سلولی حیوانات واکسینه شده را بهبود بخشیده اند. واکسن های RNA سوئیچ های کلاس IgG قوی هستند، علاوه بر این، تیتر بالایی از IgM نیز در موش های واکسینه شده مشاهده شده است.

چالش ها در القای ایمنی طولانی مدت

تغییر قابل توجهی در زیرجمعیت‌های لنفوسیت T، شایستگی عملکردی و فراوانی پس از عفونت با سروتیپ‌های مختلف FMDV وجود دارد. با این حال، تنظیم پایین سلول‌های boWC1 به‌علاوه T تا 48 اسب‌بخار با سروتیپ O FMDV مشاهده می‌شود. لنفوسیت‌های حیوانات واکسینه‌شده، افزایش قابل‌توجهی در سلول‌های boCD4 پلاس، boCD8 پلاس، و boWC1 پلاس T به دنبال قرار گرفتن در معرض FMDV نشان دادند. 102

پس از عفونت طبیعی، افزایش قابل توجهی در بیان پروتئین 3A-NS در لنفوسیت های مختلف در دوره های مختلف بیماری وجود دارد که منجر به سرکوب گذرای ایمنی سلول های CD4 پلاس و CD8 پلاس T می شود. 34

تخریب قاچاق پروتئین میزبان توسط پروتئین های NS، به ویژه 3A، به طور کامل مختل می شود، بنابراین پاسخ سلول CD8 به علاوه T را ایجاد نمی کند، 31 به دلیل CTL ضعیف، ویروس در حیوان باقی می ماند. گیرنده های اینتگرین واسطه آپوپتوز DC مشتق از مغز استخوان هستند و مانع از ایمنی ذاتی میزبان می شوند. پدیده مهم دیگری که با ایمنی میزبان تداخل می کند Lbpro است، یک دامنه بسیار حفاظت شده که با مهار یوبی کوئیتیناسیون مولکول های سیگنال دهنده کلیدی در فعال سازی نوع، نقش مهمی ایفا می کند. I پاسخ IFN مانند ژن القایی با رتینوئیک اسید I (RIG-I)، کیناز 1 متصل به TANK (TBK1)، فاکتور 6 مرتبط با گیرنده TNF (TRAF6) و TRAF3.103 این باعث کاهش سطح شروع فوری و زودرس IFN می شود. محصولات ژنی تحریک شده با mRNA و IFN.102 علاوه بر این، 3Cpro با تجزیه پروتئین مورد نیاز برای انتقال درون گلژی، انتقال درون گلگی را مسدود می کند.

گوزمن و همکاران 33 و جوشی و همکاران 34 پاسخ‌های جایگزین را برای کشتن CTL، مانند تکثیر یا تولید IFN توسط سلول‌های بیان‌کننده CD8 که گزارش شده بود، اما بسیاری از CD8 به‌علاوه لنفوسیت‌های بیان‌کننده که CTL تولیدکننده IFN نیستند، از جمله سلول‌های NK و زیرمجموعه‌های δT تجزیه و تحلیل کردند. -سلول ها. 35-37،39،104

فعالیت CTL که 10 روز پس از چالش با Ad5-FMDV-3C ارزیابی شد، نشان دهنده افزایش قابل توجهی در فعالیت CTL 10 روز پس از چالش در مقایسه با سطوح تقویت شد، اما 17 روز پس از آن به سطح پایه بازگشت. با این حال، تلاش برای ارزیابی فعالیت CTL در روز 4 نتوانست سلول های کافی را به دست آورد. این به دلیل لنفوپنی و آسیب شناسی ایمنی ناشی از FMDV بود. علاوه بر کاهش ماندگاری طولانی مدت ویروس FMD، ارتباط مثبتی بین پاسخ IFN و محافظت ناشی از واکسن وجود دارد.

با توجه به Oh و همکاران، 38 سلول CD4 به علاوه T، فنوتیپ تکثیر کننده اصلی و سلول های تولید کننده IFN هستند.

صرف نظر از سروتیپ FMDV، IFN- سرم 2-3 روز پس از عفونت به اوج خود رسید، لنفوپنی با اوج ویرمی و پاسخ IFN- سرم مطابقت داشت، و تعداد سلول های دندریتیک پلاسموسیت در گردش (pDC) و تولید IFN pDC در شرایط آزمایشگاهی به طور موقت پس از 48 ساعت کاهش یافت. صرف نظر از سروتیپ FMDV تزریق شده یا سن حیوان مبتلا، عفونت لنفوسیت ها یا pDCs هرگز یافت نشد.

تولید IFN از DCهای مشتق از مونوسیت (MoDCs) و DCهای مشتق شده از پوست (DCs پوست) در طول فاز حاد عفونت خوکی سرکوب می شود. این تاثیر همزمان با افزایش تیترهای ویروسی در خون اتفاق می‌افتد، اما این سلول‌ها به طور مولد آلوده نمی‌شوند. جالب توجه است که ظرفیت این DCها برای جذب ذرات و پردازش آنتی ژن ها تغییر نمی کند و نشان می دهد که آنتی ژن ها بر توانایی آنها در جذب ذرات و پردازش آنتی ژن ها تأثیر نمی گذارد.

نتیجه

بر اساس ادبیات فوق و شکاف پژوهشی، توصیه های زیر را ارائه می کند. درونی سازی سلولی، الگوی گلیکوزیلاسیون، ارائه آنتی ژن و مکانیسم های انتخاب مثبت (توسعه سویه بیماری زا) واکسن های سنتی باید مورد مطالعه قرار گیرد. CD8 پلاس T CMI ناشی از واکسن، پاسخ ایمنی طولانی مدت و محافظت متقابل را تقویت می کند. نقش گیرنده های سلول T در پاتوژنز ایمنی، تداوم و تولید CTL وجود دارد که باید به طور گسترده مورد مطالعه قرار گیرد. پروتئین نوترکیب، تحت استفاده از فلوسایتومتر، و ELISpot ELISA برای تجزیه و تحلیل درونی سازی ذرات واکسن، ارائه آنتی ژن، و ارزیابی سلول های ارائه دهنده آنتی ژن به صورت متقابل.

ابزارهای مبتنی بر وب جدید باید ایجاد شود که اثرات زنجیره های جانبی را بر روی اپی توپ سلول B یا T نشان دهد. استفاده از عفونت مدل حیوانی و توسعه واکسن و آزمایش‌های کارآیی باید به وضوح دنبال شود زیرا تفاوت قابل‌توجهی در گیرنده اینتگرین در حیوانات آزمایشگاهی وجود دارد و خوک‌ها و نشخوارکنندگان در آنجا هستند. تخمین محاسباتی اپی توپ‌های CTL در سطح ژنوم با ادغام ابزارهای حدس اپی توپ در محاسبه تعداد زیادی از توالی‌های ویروسی و ارزیابی بعدی در داخل بدن، یک مزیت بزرگ برای تولید واکسن‌هایی با قابلیت حفاظت طولانی‌مدت و قابلیت محافظت متقابل دارد.

اختصارات

3A، پروتئین غیر ساختاری؛ Ad5, Adenovirus 5 Vector; 3Cpro، 3C پروتئاز (پروتئین غیر ساختاری)؛ BEI، اتیلن مین های دوتایی. سلول BHK، سلول کلیه بچه همستر; CD4 پلاس، فاکتور تمایز خوشه ای چهار مثبت. CD8 پلاس، فاکتور تمایز خوشه ای هشت مثبت. cDNA، DNA مکمل. CTL، سلول های T سیتوتوکسیک. DC، سلول دندریتیک؛ ELISA، سنجش ایمونوسوربنت مرتبط با آنزیم. FMD، بیماری پا و دهان؛ FMDV، ویروس بیماری پا و دهان؛ GM-CSF، گرانولوسیت ها و مونوسیت ها عامل محرک کلنی. IFN-، اینترفرون آلفا. IFN-، اینترفرون گاما؛ Ig، ایمونوگلوبولین؛ IL، اینترلوکین؛ LTR، تکرار طولانی ترمینال؛ سلول های NK، سلول های کشنده طبیعی. پروتئین NS، پروتئین غیر ساختاری؛ P{13}}A، ژن برای پیش ساز پروتئین ساختاری. P{14}}A3C3D، پیش ساز پروتئین ساختاری ویروسی P1-2A و پروتئین های غیر ساختاری 3C و 3D. PBMC، خون محیطی تک هسته ای. RT-PCR، واکنش زنجیره ای پلیمراز رونویسی معکوس. SAT، نوع آفریقای جنوبی؛ TGE، بیان ژن گذرا. TGF، فاکتور رشد تومور. TNF، فاکتور نکروز تومور. سلول های Th، سلول های کمکی T. VP1، پروتئین ویروسی 1; سلول های δ T، سلول های گاما دلتا T.

بیانیه به اشتراک گذاری داده ها

داده های مورد استفاده در این بررسی ثانویه هستند و در مقاله گنجانده شده اند.

تصدیق

از معاونت پژوهشی و خدمات اجتماعی دانشگاه گندار بابت ارائه مواد و حمایت مالی بسیار سپاسگزارم. من همچنین از کالج دامپزشکی و علوم دامی دانشگاه گندار برای حمایت بیشتر از تسهیلات تشکر می کنم.

منابع مالی

نویسنده از معاونت پژوهشی و خدمات اجتماعی دانشگاه گندار تشکر می کند.

افشای

نویسنده اعلام می کند که در این اثر تضاد منافع وجود ندارد.

منابع

1. کیچینگ پی، هاموند جی، جگو ام، و همکاران. کنترل جهانی FMD - آیا این یک گزینه است؟ واکسن 2007؛ 25 (30): 5660-5664. doi: 10.1016/j. واکسن.2006.10.052

2. رضا س، صدیق ک، ربانی م، و همکاران. پاتوژنز میکروبی در تجزیه و تحلیل سیلیکو چهار پروتئین ساختاری سروتیپ‌های آفتوویروس، اپی توپ‌های سلول B و T قابل توجهی را نشان داد. پاتگ میکروب. 2019؛ 128 (اوت 2018): 254–262. doi:10.1016/j.micpath.2019.01.007

3. آرزت ج، بلشم ج.ج. انتقال بیماری تب برفکی از گاوهای ناقل دائماً آلوده به گاوهای ساده از طریق انتقال مایع دهان و حلق. دنیای دامپزشکی 2018؛ 3:318. doi:10.1128/ mSphere.{8}}

4. Arzt J, Pacheco JM, Stenfeldt C. پاتوژنز ویروس تب برفکی بدخیم و ضعیف در گاو. دنیای دامپزشکی 2017؛ 14:89. doi:10.1186/s{8}}

5. Sobhy NM، Bayoumi YH، Mor SK، El-Zahar HI، Goyal SM. شیوع بیماری تب و دهان در مصر: اپیدمیولوژی مولکولی، تکامل و بیومارکرهای قلبی اهمیت پیش آگهی. Int J Vet Sci Med. 2018؛ 6 (1): 22-30. doi: 10.1016/j. just.2018.02.001

6. سنتیل کوماران سی، یانگ ام، بیتنر اچ، و همکاران. تشخیص ژنوم، آنتی ژن و آنتی بادی ها در مایعات دهان خوک های آلوده به ویروس تب برفکی. Can J Vet Res. 2017؛ 81:82-90.

7. پالینسکی آر ام، برترام ام آر. اولین توالی ژنومی ویروس تب برفکی سروتیپ O sublineage Ind2001e از جنوب ویتنام. Microbiol Resource اعلام کرد. 2019؛ 8: e01424–18. doi:10.1128/mra.{10}}

8. Pulido MR، Sobrino F، Borrego B، و همکاران. RNA ویروس تب برفکی ضعیف شده حامل حذف در ناحیه غیرکدکننده 3' می‌تواند باعث ایجاد مصونیت در خوکی شود. جی ویرول. 2009؛ 83 (8): 3475-85. doi:10.1128/JVI.{11}}

9. سراوانان ص، اقبال ز، سلوارج دی‌پی‌آر، آپارنا م، اوماپاتی وی. مقایسه روش‌های استخراج شیمیایی برای تعیین محتوای 146S در واکسن کمکی روغن تب برفکی. J Appl Microbiol. 2019؛ 1 (Rueckert 1985): 1-9. doi:10.1111/jam.14465

10. جمال اس ام، بلشم ج.ج. بیماری تب برفکی: گذشته، حال و آینده. Vet Res. 2013؛ 44 (1): 1-14. doi:10.1186/{10}}

11. رابینسون ال، نایت جونز تی جی، چارلستون بی، و همکاران. به روز رسانی تحقیقات جهانی بیماری تب برفکی و تجزیه و تحلیل شکاف: پاتوژنز 7 - و زیست شناسی مولکولی. Transbound Emerg Dis. 2016؛ 63 (1): 63-71. doi:10.1111/tbed.12520

12. Sreenivasa BP، Mohapatra JK، Pauszek SJ، و همکاران. آدنوویروس انسانی نوترکیب{1}} بیان کننده پروتئین های کپسید سویه های واکسن هندی ویروس تب برفکی، پاسخ آنتی بادی موثری را در گاو ایجاد می کند. میکروبیول دامپزشکی 2017؛ 203:196-201. doi:10.1016/ j.vetmic.2017.03.019

13. Neilan JG، Schutta C، Barrera J، و همکاران. اثربخشی یک واکسن زیرواحد سروتیپ A ویروس تب برفکی ناقل آدنوویروس در گاو با استفاده از مدل انتقال تماس مستقیم. BMC Vet Res. 2018؛ 14 (1): 1-9. doi:10.1186/s{11}}

14. Pena L، Pires M، Koster M، و همکاران. تحویل یک آنتی ژن زیر واحد کپسید خالی ویروس تب برفکی با پروتئین غیرساختاری 2B حفاظت از خوکی را بهبود می بخشد. واکسن 2008؛ 26 (45): 5689-5699. doi:10.1016/j.vaccine.2008.08.022

15. Barteling SJ، Cassim NI. غیرفعال سازی بسیار سریع (و ایمن) ویروس تب برفکی و انتروویروس ها توسط ترکیبی از اتیلن ایمین باینری و فرمالدئید. Dev Biol (بازل). 2004؛ 119:449-455

16. Rweyemamu MM، Umehara O، Giorgi W، Medeiros R، Neto DL، Baltazar M. اثر فرمالدئید و اتیلن ایمین باینری (BEI) بر یکپارچگی کپسید ویروس بیماری پا و دهان. Rev Sci Tech. 1989؛ 8 (3): 747-764. doi:10.20506/rst.8.3.425

17. Patch JR، Kenney M، Pacheco JM، Grubman MJ، Golde WT. شناسایی عملکرد لنفوسیت T سیتوتوکسیک پس از عفونت و واکسیناسیون ویروس تب برفکی ایمونول ویروسی 2013؛ 26 (4): 239-249. doi:10.1089/vim.2013.0011

18. Rodriguez-Calvo T، Ojosnegros S، Sanz-Ramos M، Garcia-Arriaza J، Escarmis C، Domingo E، Sevilla N. طراحی واکسن جدید بر اساس ژنوم های معیوب که ویژگی های واکسن های ضعیف شده و غیرفعال را ترکیب می کند. PLoS One. 2010؛ 5 (4): 1-11. doi:10.1371/ journal.pone.0010414

19. Núñez JI, Baranowski E, Molina N, et al. جایگزینی اسید در پروتئین غیر ساختاری 3A می‌تواند واسطه سازگاری ویروس تب برفکی با خوکچه هندی باشد. جی ویرول. 2001. doi:10.1128/JVI.75.8.3977-3983.2001

20. Burman A, Clark S, Abrescia NGA, et al. ویژگی حلقه VP1 GH ویروس تب برفکی برای v6 اینتگرین. جی ویرول. 2006؛ 80 (19): 9798-9810. doi:10.1128/JVI.{12}}

21. Dicara D, Burman A, Clark S, et al. ویروس تب برفکی یک کمپلکس بسیار پایدار و مقاوم به EDTA را با گیرنده اصلی خود، اینتگرین v 6: پیامدهای عفونی تشکیل می دهد. جی ویرول. 2008؛ 82 (3): 1537-1546. doi:10.1128/JVI.{12}}

22. Domingo E, Sheldon J, Perales C, et al. تکامل شبه گونه های ویروسی Microbiol Mol Biol Rev. 2012؛ 76 (2): 159-216. doi:10.1128/MMBR.{8}}

23. Mckenna TS، Lubroth J، Rieder E، و همکاران. ویروس پا و دهان حذف شده با محل اتصال گیرنده (FMD) گاو را از FMD ​​محافظت می کند. جی ویرول. 1995؛ 69 (9): 5787-5790. doi:10.1128/ jvi.69.9.{14}}.1995

24. Dimarchi R، Brooke G، Gale C، Cracknell V، Doel T، Mowat N. حفاظت از گاو در برابر بیماری تب برفکی توسط یک پپتید مصنوعی. علوم پایه. 1986; 232:639-641. doi:10.1126/science.3008333

25. گومز ان، سالیناس جی، اسکریبانو جی ام، و همکاران. پاسخ ایمنی محافظتی به ویروس تب برفکی با VP1 بیان شده در گیاهان تراریخته پاسخ ایمنی محافظتی به ویروس تب برفکی با VP1 بیان شده در گیاهان تراریخته. جی ویرول. 1998؛ 72: 2-5.

For more information:1950477648nn@gmail.com