تاثیر پروتون درمانی بر کشتن سلول های توموری و میکرومحیط ایمنی برای سرطان کبد

خلاصهرادیوتراپی با پروتون درمانی (PT) دارای مزایای دزیمتریک نسبت به فوتون درمانی است که به بزرگتر کردن پنجره درمانی پرتودرمانی برای سرطان کبد (HCC) کمک می کند. ما پاسخ HCC به PT را ارزیابی کردیم و مکانیسم‌های اساسی را بررسی کردیم. رده های سلولی سرطان کبد انسانی HepG2 و HuH7 و رده سلولی سرطان کبد موش Hepa1-6 برای آزمایشات سلولی و حیوانی برای بررسی پاسخ ناشی از تابش PT انتخاب شدند. تغییرات بیولوژیکی و پاسخ ایمنی بدن پس از تابش PT مورد بررسی قرار گرفت. آزمایش‌های آزمایشگاهی تفاوت معنی‌داری را در بقای سلول پس از PT در مقایسه با پرتودرمانی فوتون نشان نداد. در مدل تومور موش، اندازه تومورها 12 روز پس از تابش PT کوچکتر بود. تغییرات اساسی شامل افزایش آسیب DNA، افزایش سطح IL{5}}، و ریزمحیط تومور ایمنی تنظیم شده بود. تجزیه و تحلیل پروتئین در شرایط in vitro و in vivo نشان داد که PT سطح لیگاند مرگ سلولی برنامه ریزی شده 1 (PD-L1) بیان شده در سلول های تومور را افزایش داد و سلول های سرکوبگر مشتق از میلوئید (MDSCs) را به کار گرفت. افزایش PD-L1 با دوز تابش همبستگی مثبت داشت. در مدل‌های موش سیژنیک Hepa1-6، ترکیب PT با ضد PD-L1 تاخیر رشد تومور را در مقایسه با PT به تنهایی افزایش داد، که با افزایش سلول‌های T نفوذکننده تومور و کاهش جذب MDSC در ریزمحیط همراه بود. علاوه بر این، هنگامی که PT روی تومور HCC اولیه اعمال شد، موش‌های تحت درمان با آنتی‌بادی ضد PD-L1 تومورهای همزمان کوچک‌تری را نشان دادند. در نتیجه، پاسخ HCC به PT با کشتن سلول های تومور و پاسخ ایمنی در ریزمحیط تومور تعیین شد. ترکیب با آنتی بادی ضد PD-L1 برای تقویت ایمنی ضد توموری مسئول هم افزایی درمانی برای HCC تحت درمان با PT بود. بر اساس نتایج ما، ما پیشنهاد می‌کنیم که PT همراه با anti-PD-L1 ممکن است یک سیاست درمانی امیدوارکننده برای HCC باشد.

فواید سیستانچ توبولوزا-ضد تومور

کلمات کلیدی: HCC; پروتون درمانی؛ PD-L1; مصون

1. معرفی

سرطان هپاتوسلولار (HCC) سرطانی است که در سطح جهانی رخ می دهد و شیوع نسبتاً بالایی در جنوب شرقی آسیا دارد [1]. اکثر بیماران به دلیل تومورهای پیشرفته و/یا عملکرد ضعیف کبدی، پیش آگهی بدی دارند. به طور سنتی، پرتودرمانی (RT) با دوز مشخص برای درمان سرطان کبد با خطر بالای هپاتیت ناشی از تشعشع همراه است. بهبود در تکنیک های تحویل رادیوتراپی به بزرگتر کردن پنجره درمانی RT برای HCC کمک کرده است. توسعه RT با پروتون درمانی (PT) استفاده از RT برای HCC را در کانون توجه قرار داده است [2،3]. PT دارای مزایای دزیمتری نسبت به فوتون درمانی مرسوم برای درمان سرطان، به ویژه برای HCC، سرطان سر و گردن، و سرطان سینه است. مطالعات اخیر نشان می دهد که ممکن است در تغییرات بیولوژیکی ناشی از RT، از جمله در القای آسیب DNA، استرس اکسیداتیو، و تنظیم سلول های ایمنی، بین PT و فوتون ها در دوزهای اثربخشی بیولوژیکی نسبی معادل، تفاوت وجود داشته باشد [4-7]. بررسی بیشتر اثر رادیوبیولوژیکی PT فرصتی را برای ارائه راهبردهای امیدوارکننده PT برای درمان سرطان تسهیل خواهد کرد. ترکیب RT و ایمونوتراپی در محیط های بالینی برای بسیاری از نشانه ها امیدوار کننده است [8،9]. از آنجایی که التهاب مزمن منجر به مستعد ابتلا به HCC می شود، HCC یک هدف بالقوه برای ایمونوتراپی است [10]. RT هم اثرات پیش‌ایمونوژنیک و هم اثر سرکوب‌کننده ایمنی بر روی ریزمحیط تومور دارد [9]. اگرچه نشان داده شده است که RT باعث مرگ سلولی ایمونوژنیک می شود و نفوذ سلول های ایمنی ضد توموری را تقویت می کند [11،12]، چندین مطالعه نشان داد که RT می تواند سیتوکین ها و سلول های تنظیم کننده ایمنی را القا کند و در نتیجه ریزمحیط تومور سرکوب کننده ایمنی بیشتری ایجاد کند. نشان داده شد که ترکیب ایمونوتراپی و RT پاسخ تومور را در مقایسه با هر دو روش به تنهایی افزایش می دهد و اثرات سرکوب کننده ایمنی ناشی از RT را لغو می کند [13،14]. چندین مطالعه پیش بالینی و بالینی نشان داد که درمان با فوتون RT و ایمونوتراپی تأثیر مثبتی بر کنترل تومور در HCC دارد [15،16]. طبق دانش ما، تقریباً تمام گزارش‌های مربوط به پاسخ‌های ایمنی ناشی از رادیو با تابش بر اساس فوتون‌ها به‌دست آمده‌اند. درک بهتر مکانیسم‌های مسئول پاسخ به PT می‌تواند به رویکردهای درمانی قوی‌تری برای HCC منجر شود. اثرات بیولوژیکی PT مسئول کنترل تومور و پاسخ ایمنی نیاز به بررسی بیشتر دارد. بنابراین، هدف ما ارزیابی اثر تابش با PT و پاسخ ایمنی در ریزمحیط تومور بود. ما همچنین بررسی کردیم که آیا ترکیب PT و محاصره PD-L1 اثر هم افزایی بر کنترل تومور HCC دارد یا خیر.

2. مواد و روشها

2.1. کشت سلولی 

رده سلولی سرطان کبد انسان HepG2 و رده سلولی سرطان کبد موش Hepa1-6 از مجموعه Bioresource و مرکز تحقیقات به دست آمد. علاوه بر این، سلول های HuH7، یک رده سلولی کبدی انسانی، با مهربانی توسط دکتر ین هائو، چن (بیمارستان یادبود کائوسیونگ چانگ گونگ، تایوان) ارائه شد. استفاده از خطوط سلولی توسط کمیته اخلاق پژوهشی سازمانی ما تایید شد (شماره 00464-2021120952922). رده های سلولی در محیط Eagle اصلاح شده Dulbecco (DMEM) همراه با 10 درصد سرم جنین گاو (FBS) کشت داده شدند. علاوه بر این، سلول‌های THP{7}} مونوسیتی انسانی در محیط کشت RPMI 1640 نگهداری شدند. مونوسیت‌های THP{9}} را می‌توان به ماکروفاژهای M1 یا M2 تمایز داد که در محیط تهویه‌شده انکوبه شوند [17،18]. برای تعیین اثرات PT بر توانایی سلول‌های سرطانی برای القای تمایز ماکروفاژ M2، سلول‌های HuH7 با یا بدون تابش PT در صفحات چاهی 24 ساعت قبل از پایان پلاریزاسیون ماکروفاژ M2 کاشته شدند. پس از 24 ساعت کشت همزمان، بیان CD163، یک نشانگر ماکروفاژ M2، با ماکروفاژها آنالیز شد. تجزیه و تحلیل سلول های فعال شده با فلورسانس چند رنگ (FACS) با استفاده از فلوسیتومتر کالیبر FACS (BD Biosciences) روی سوسپانسیون های تک سلولی تهیه شده از ماکروفاژهای تمایز یافته انجام شد و رنگ آمیزی ایمنی برای CD163 با استفاده از یک آنتی بادی مونوکلونال نشاندار شده با فلورسانس انجام شد. آزمایش‌ها در آزمایشگاه در آزمایشگاه مشترک بیمارستان یادبود چانگ گونگ انجام شد که پلتفرم‌های خدماتی از جمله مرتب‌کننده سلول، تجزیه‌کننده سلول چندرنگ و میکروسکوپ کانفوکال را ارائه می‌کرد.

فواید سیستانچ توبولوزا-ضد تومور

2.2. تابش

اثربخشی بیولوژیکی نسبی پروتون ها 1.1 تعیین شد و دوز اثربخشی بیولوژیکی نسبی (RBE) با ضرب دوز پروتون در این مقدار محاسبه شد [19]. در مطالعه حاضر، ما از دوز RBE برای ارزیابی اثر القا شده توسط RT استفاده کردیم. دوز در پرتودرمانی پروتون به صورت Gy (RBE) با افزایش دوز فیزیکی به میزان 10% تجویز می‌شود، یعنی، دوز پروتون RBE=دوز پروتون فیزیکی × 1.1. سلول‌ها و موش‌ها RT محلی را با تابش فوتون یا PT با دوز RBE دریافت کردند. تابش فوتون با استفاده از Varian 21EX و برنامه ریزی درمان Eclipse انجام شد. در شرایط آزمایشگاهی، سلول‌های در حال رشد نمایی با تک دوزهای 0، 3، 6 و 9 گری با استفاده از پرتو 6 MV برای تجزیه و تحلیل تابش فوتون تحت تابش قرار گرفتند. برای PT، تابش با اسکن پرتو مدادی (PBS) در دوزهای مختلف پروتون (0، 3، 6، 9، و 12 Gy (RBE)) با انرژی مربوط به 93.6-109.2 MeV و 72-143.2 مگا الکترون ولت برای سلول ها انجام شد. و موش ها به ترتیب تابش سلول و موش با قرار دادن سلول ها در وسط قله براگ پخش شده (SOBP؛ عرض 1 سانتی متر برای PT سلولی، عرض 6 سانتی متر برای تابش PT موش) برای شبیه سازی شرایط بالینی انجام شد (شکل 1a,b). تابش پروتون توسط سیکلوترون مورد استفاده در بیمارستان ما (صنایع سنگین سومیتومو، توکیو، ژاپن)، که یک پرتو پروتون پیوسته و با شدت بالا تولید می کند، تحویل داده شد. اندازه میدان RT 20 × 10 سانتی متر مربع برای بررسی اثر آبسکوپال، 20 × 15 سانتی متر مربع برای بررسی اثر تومورکشی PT در داخل بدن، یا 20 × 20 سانتی متر مربع برای بررسی اثر PT در شرایط آزمایشگاهی بود. Ray Station سیستم برنامه ریزی درمان مورد استفاده برای محاسبه دوز RT بود (نسخه 8.1، Ray Search Laboratories، استکهلم، سوئد).

شکل 1. مدل پیش بالینی برای PT. طراحی پرتو پروتون تجربی برای مدل‌های تومور آزمایشگاهی (a) و حیوانی (میدان RT برای تابش تومور کبد، خط آبی؛ میدان RT برای بررسی اثر abscopal، خط قرمز) (b).

2.3. سنجش تکثیر سلول T

برای بررسی اینکه آیا PT قادر به تنظیم اثر سلول‌های سرطانی و سلول‌های سرکوبگر مشتق از میلوئید (MDSCs) بر تکثیر سلول‌های CD{1}} بود، تکثیر سلول‌های CD{3}} را پس از تحریک اندازه‌گیری کردیم. سلول های CD{4}} جدا شده با میکروبیدهای ضد CD8 با کربوکسی فلورسئین سوکسینیمیدیل استر (CFSE) نشاندار شدند و 48 ساعت پس از PT در صفحات چاهی با سلول های CD11b+ در حضور یا عدم حضور سلول های سرطانی کاشته شدند. تکثیر سلول‌های CD{11}} توسط دانه‌های ضد CD3/CD28 (Invitrogen، Waltham، MA، USA) تحریک شد. رنگ‌آمیزی فلورسنت CFSE با استفاده از فلوسایتومتری 3 روز پس از تحریک آنالیز شد.

2.4. القای CD14+HLA-DR-از سلول‌های تک هسته‌ای خون محیطی (PBMC)

یک زیرمجموعه جدید از MDSCها بر اساس وجود بیان CD14 اما عدم وجود آنتی ژن لکوسیت انسانی (HLA) - DR (CD{2}}HLA-DR-) در خون محیطی بیماران سرطانی شناسایی شد. تجمع غیرطبیعی سلول‌های CD{4}HLA-DR- در PBMC گزارش شده است که به فرار ایمنی تومور کمک می‌کند و با پیش‌آگهی سرطان ارتباط دارد [20-22]. برای ارزیابی نقش تابش PT در القای MDSCs، درصد سلول‌های CD{8}HLA-DR-میلوئیدی از PBMC‌هایی که با سلول‌های سرطانی تابش شده با PT به مدت 24 ساعت انکوبه شده بودند، ارزیابی شد. نسبت سلول‌های میلوئیدی CD{12}}HLA-DR- و سطح بیان PD-L1 با استفاده از FACS (BD Biosciences, San Jose, CA, USA) آنالیز شد.

2.5. سنجش کلونوژنیک

سنجش کلونوژنیک برای بررسی اثر RT (PT در مقابل فوتون RT) بر از دست دادن بقای سلول های تولید مثلی استفاده شد. کشت های سلولی تحت تابش قرار گرفتند و سپس در دمای 37 درجه سانتیگراد برای تشکیل کلنی انکوبه شدند. پس از 10 روز، کلنی ها تثبیت شدند و برای شمارش کلنی ها با کریستال ویولت رنگ آمیزی شدند. کلنی ها برای تعیین کارایی آبکاری و فراکسیون های باقیمانده در دوز داده شده RBE نمره گذاری شدند. کسر بقا تعداد کلنی‌ها پس از قرار گرفتن در معرض RT است، با یک اصلاح برای کارایی آبکاری.

2.6. مدل‌های تومور سیژنیک (اکتوپیک و ارتوتوپیک).

تمام مطالعات حیوانی با تمام مقررات اخلاقی مربوطه برای تحقیقات حیوانی مطابقت داشت و توسط کمیته حیوانات آزمایشگاهی بیمارستان ما تایید شد. آزمایش‌های حیوانی در مرکز حیوانات آزمایشگاهی بیمارستان یادبود چانگ گونگ انجام شد که از انجمن ارزیابی و اعتباربخشی بین‌المللی مراقبت از حیوانات آزمایشگاهی (AAALAC) اعتبار کامل اعطا کرده است. ما از موش های C57BL/6J به عنوان مدل کاشت تومور کبدی استفاده کردیم. در مدل تومور نابجا و ارتوتوپی، سلول‌های تومور (سلول‌های هپا 1-{3}} × 106) به صورت زیر جلدی در ناحیه ران راست و/یا حین عمل در ناحیه گنبد کبد کاشته شدند. برای بررسی پاسخ تومورهای کبدی به PT در داخل بدن، تابش PT موضعی برای 12 گری (RBE) 14 روز پس از کاشت با سلول های سرطانی Hepa1-6 به تومورها داده شد (شکل 1b). موش های کنترل تحت تابش ساختگی قرار گرفتند. برای پرداختن به اثر ابسکوپال PT بر میزبان‌های دارای تومور سالم، سلول‌های سرطانی Hepa1-6 را به طور همزمان در ران راست (تومور اولیه) و قسمت فوقانی پشت (تومور سنکرون ثانویه) کاشتیم. چهارده روز پس از کاشت تومور، PT با 12 گری (RBE) به تومور اولیه و نه به تومور سنکرون ثانویه تجویز شد. سپس رشد تومور (از جمله تومورهای پرتوده اولیه و همزمان بدون تابش) را در نقاط زمانی مشخص شده مشاهده کردیم. برای بررسی اثرات anti-PD-L1 بر کنترل موضعی تومور با واسطه PT و اثر آبسکوپال، به موش های حامل تومور دوز داخل صفاقی 250 میکروگرم آنتی بادی antiPD-L1 بلافاصله پس از تابش PT و هر 2 روز تا پایان دوره داده شد. آزمایش ها آنتی بادی ضد موش PD-L1 (B{26}}H1, 10F.9G2) از سلول Bio X (لبنان، NH، ایالات متحده آمریکا) به دست آمد.

فواید سیستانچ برای مردان - تقویت سیستم ایمنی بدن

برای مشاهده محصولات Cistanche Enhance Immunity اینجا را کلیک کنید

【بیشتر بخواهید】 ایمیل:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

2.7. آنالیزهای فلوسایتومتری MDSC In Vivo

MDSC با بیان همزمان آنتی ژن های تمایز دودمان سلول میلوئیدی Gr1 و CD11b مشخص می شود. بنابراین، ما از یک آنتی بادی خاص ضد Gr1 استفاده کردیم که با یک اپی توپ معمولی در Ly-6G و Ly-6C، و یک آنتی بادی خاص برای CD11b (BD Pharmingen) واکنش می‌دهد تا MDSCهای موش را به عنوان CD11b تعریف کنیم. + گر{11}} [23]. علاوه بر این، آنتی ژن تمایز میلوئیدی Gr-1 از دو اپی توپ تشکیل شده است که توسط آنتی بادی های ضد Ly-6G و آنتی-Ly6C شناسایی می شوند. جمعیت MDSCهای CD11b+Gr{20}} شامل دو زیر مجموعه اصلی بود: سلول‌هایی با فنوتیپ گرانولوسیتی بیانگر Ly-6G و سلول‌هایی با فنوتیپ مونوسیتی بیان‌کننده Ly6C. زیرمجموعه جدیدی از MDSCها به عنوان MDSCهای مونوسیتی شناسایی شدند که به عنوان CD11b + Ly6G- در موش ها تعریف شدند. ما آنالیزهای FACS و ایمونوفلورسانس را برای بررسی اثر تابش بر جذب MDSC پس از دریافت تابش موش انجام دادیم. FACS بر روی سوسپانسیون های تک سلولی تهیه شده از تومورهای کامل و طحال پس از هضم و رنگ آمیزی ایمنی برای CD11b، Gr1، و LY6G با آنتی بادی های مونوکلونال نشاندار شده با فلورسانس (BD PharMingen) انجام شد. درصد MDSC از طریق فلوسیتومتری چند رنگ با آنتی بادی های مونوکلونال فوق اندازه گیری شد. آنتی بادی های اختصاصی ایزوتیپ به عنوان کنترل منفی در FACS استفاده شد.

2.8. تحلیل آماری

نمونه ها با استفاده از آزمون t-test مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند. داده ها به صورت میانگین ± خطای استاندارد میانگین (SD) ارائه می شوند. تمام آزمایشات سلولی شامل سه تکرار بیولوژیکی در هر شرایط [24] بود و حداقل سه بار به طور مستقل انجام شد. برای آزمایش‌های in vivo، از شش حیوان در هر گروه استفاده شد و حداقل دو آزمایش مستقل انجام شد. سطح احتمال p < 0.05 برای نشان دادن اهمیت آماری در نظر گرفته شد، مگر اینکه خلاف آن بیان شود.

3. نتایج:

3.1. پاسخ HCC به PT پاسخ HCC

سلول های سرطانی انسان و موش در معرض تک دوز PT 0، 3، 6، یا 9 گری (RBE) قرار گرفتند و مرگ سلولی در 48 ساعت و کسر بقای سلول های تشکیل دهنده کلنی مورد بررسی و مقایسه قرار گرفت. با فوتون-RT. تفاوت معنی داری در بقای سلول در RBE معادل بین PT و فوتون-RT وجود نداشت (شکل 2a,b). تشکیل p-H2AX یک پاسخ سلولی به شکستگی های دو رشته ای DNA است، و وجود قرار گرفتن در معرض کالرتیکولین و گروه تحرک بالا جعبه 1 (HMGB1) به عنوان نشانه های مرگ سلولی ایمنی زایی ناشی از RT عمل می کند [25-27]. همانطور که در شکل 2c نشان داده شده است، PT بیان calreticulin و HMGB1 را افزایش داد که با افزایش آسیب DNA 24 ساعت پس از RT همراه است. مطالعه قبلی [28] گزارش داد که photon-RT IL{22}} را تنظیم مثبت کرد، که با مقاومت HCC در برابر RT مرتبط بود. داده‌ها (شکل 2c,d) نشان می‌دهند که PT سطح IL{24}} را در سلول‌های سرطانی کبد که با استفاده از IF و RT PCR در زمان واقعی در 24 و 48 ساعت پس از PT تجزیه و تحلیل شد، تنظیم می‌کند. برای مشخص کردن بیشتر اینکه آیا افزایش IL{28}} توسط PT با فعالیت پروموتر IL6 مرتبط است یا خیر، ما سنجش فعالیت لوسیفراز را با استفاده از سلول‌های HepG2 و HuH7 انجام دادیم که به طور پایدار با یک ناقل بیان کننده سازه‌های پروموتر IL{32}} ترانسفکت شده بودند (شکل 2e) . داده‌های کمی نشان می‌دهند که PT فعالیت پروموتر IL را در 48 ساعت پس از 6 گری (RBE) در مقایسه با سلول‌های کنترل افزایش داد.

3.2. پاسخ به درمان PT در میزبان دارای ایمنی

در داخل بدن، مدل‌های تومور حیوانی ابزارهای ضروری در پیش‌بینی اثربخشی استراتژی‌های جدید ضد سرطان هستند. ما از مدل‌های تومور موش syngeneic برای بررسی اثرات PT بر کنترل تومور HCC استفاده کردیم. بر اساس مشاهده فعالیت تومور از طریق روش توموگرافی مولکولی فلورسانس (FMT) در محل و اندازه گیری اندازه تومور، ما دریافتیم که 12 روز پس از PT در مقایسه با sham-RT، فعالیت جذب گلوکز تومور به طور قابل توجهی کاهش یافته و تومورهای کوچکتر وجود دارد (شکل 3a, ب). برای بررسی بیشتر مکانیسم مسئول پاسخ به PT، ما آنالیزهای FACS و ایمونوفلورسانس را با استفاده از تومورها 3 روز پس از PT یا تابش شم انجام دادیم. گزارش شده است که قرار گرفتن در معرض calreticulin یک شاخص ایمنی زایی آپوپتوز ناشی از دوز پایین RT است و HMGB1 با مرگ سلولی ناشی از RT با دوز بالاتر مرتبط است [29]. علاوه بر این، گزارش شده است که IL{11}} در مدولاسیون ایمنی ناشی از RT نقش دارد [30]. قبلاً گزارش دادیم که بیان IL{14}} توسط فوتون RT تنظیم شده است و افزایش IL6 با پاسخ تشعشع تومورهای کبدی مرتبط است [28]. همانطور که در شکل 3c,d نشان داده شده است، PT مرگ سلولی تومور مرتبط با افزایش آسیب DNA و بیان IL6 و HMGB1 را در مقایسه با تابش ساختگی افزایش داد.

3.3. اثرات تعدیل کننده ایمنی ناشی از PT

گزارش شده است که القای پلاریزاسیون ماکروفاژ M2 جزء کلیدی سرکوب کننده سیستم ایمنی در ریزمحیط تومور تحت تابش است [17،18]. برای آزمایش اینکه آیا PT تمایز مونوسیت را به سلول‌های M2 افزایش می‌دهد، ما مونوسیت‌های THP{4}} را در مرحله استراحت (M0) در محیط شرطی شده به مدت 72 ساعت برای پلاریزاسیون M2 انکوبه کردیم. سپس سطح نشانگر M2 را در ماکروفاژها از مونوسیت‌ها با کشت همزمان در مایع رویی کشت با یا بدون سلول‌های HuH7 تحت تابش PT، 24 ساعت قبل از پایان پلاریزاسیون ماکروفاژ M2 تجزیه و تحلیل کردیم. همانطور که در شکل 4a نشان داده شده است، افزودن سلول های سرطانی تحت تابش PT به کشت ماکروفاژ بیان نشانگر M2 CD163 را در ماکروفاژها در شرایط آزمایشگاهی افزایش داد. ما بیشتر نقش PT را در توانایی سلول‌های سرطانی برای القای MDSC از مونوسیت‌ها در خون محیطی اهداکنندگان توسط هم‌کشتی با سلول‌های سرطانی با یا بدون PT به مدت 48 ساعت بررسی کردیم. زیرمجموعه جدیدی از MDSC ها توسط سلول های CD{18}HLA-DR- در PBMC شناسایی شد. شکل 4b نشان می دهد که تابش PT با فرکانس بالاتر سلول های CD{21} HLA-DR-myeloid در مقایسه با شاهد مرتبط است. علاوه بر این، بیان بالاتری از iNOS، یک نشانگر عملکردی سرکوب سیستم ایمنی با واسطه MDSC، در زیر مجموعه سلول هایی که با سلول های سرطانی تابش شده با PT کشت شده بودند، وجود داشت (شکل 4c). علاوه بر این، CD163 یک نشانگر فنوتیپی ماکروفاژهای M2 است که می تواند برای تشخیص ماکروفاژهای M2 و M1 مورد استفاده قرار گیرد. همانطور که در شکل 4d,e نشان داده شده است، PT منجر به افزایش سلول های CD{32}} در تومورهای تابش شده با PT مرتبط با القای MDSC های مونوسیتی در موش های حامل تومور شد. گزارش شده است که RT باعث مرگ سلولی ایمنی زا و افزایش نفوذ سلول های ایمنی می شود. برای آزمایش بیشتر نقش PT در پیامدهای عملکردی سلول‌های سرطانی بر سرکوب سلول‌های T با واسطه MDSC، تکثیر سلول‌های CD مرتب‌شده{37}} در حضور سلول‌های تومور با یا بدون 6 گری (RBE) ارزیابی شد. ) تابش PT. داده‌ها نشان می‌دهند که سلول‌های MDSC-CD11b+ تکثیر سلول‌های T را کاهش دادند، و انکوباسیون با سلول‌های توموری تحت تابش PT تکثیر سلول‌های CD{44}} را پس از تحریک معکوس کرد (شکل 4f).

شکل 2. پاسخ HCC به PT در شرایط آزمایشگاهی. اثرات درمان PT بر مرگ سلولی سلول های HuH7. (الف) مرتب‌سازی سلولی فعال‌شده با فلورسانس با یدید پروپیدیوم و رنگ‌آمیزی Annexin V 48 ساعت پس از PT برای دوز نشان‌داده‌شده (RBE)، و (ب) بخش‌های بقای سلولی با سنجش‌های کلونوژنیک ارائه شده با نسبت نرمال‌شده توسط کسر بقا در شرایط کنترل. شماره سلول های آبکاری برای 0، 3، 6 و 9 گی (RBE) به ترتیب 500، 1000، 1500 و 3000 در هر چاهک بود. (ج) ایمونوفلورسانس برای آسیب DNA ناشی از PT و نشانگرهای مرگ سلولی ایمنی زایی توسط اسلایدهای نماینده و داده های کمی نشان داده شده است (DAPI، آبی؛ pH 2AX و calreticulin، سبز؛ HMGB1 و IL6، قرمز). محور y نشان دهنده تغییرات برابر نسبی در بیان پروتئین هدف است. (د) سطوح IL{17}} از طریق RT-PCR بلادرنگ 48 ساعت پس از PT بررسی شد. (ه) ترانسفکشن پایدار سلول‌های HepG2 و HuH7 با پلاسمیدهای حاوی سازه‌های گزارش‌دهنده پروموتر IL{22}}. مقادیر به عنوان فعال سازی برابری فعالیت لوسیفراز پلاسمید گزارشگر در شرایط نشان داده شده نشان داده می شود. داده ها به صورت میانگین ± خطاهای استاندارد میانگین ارائه می شوند. * p < 0.05

شکل 3. پاسخ به درمان PT در موش های دارای ایمنی. تصاویر نماینده و داده‌های کمی از طریق آنالیز FMT جذب گلوکز در 0، 3 یا 12 روز با یا بدون تابش PT (a) تعیین شد. محور y نشان دهنده نسبت نرمال شده توسط مقدار تومور در 0 روز با تابش ساختگی است. تصاویر نماینده و داده‌های کمی از تصاویر تومور (ب) از موش‌های حامل تومور sc 12 روز پس از تابش 12 گری (RBE) PT یا شم نشان داده شده است. محور y نشان دهنده تغییر برابر نسبی در اندازه تومور در زمان مشخص شده پس از PT است. آسیب DNA توسط IF (c) و مرگ سلولی توسط FACS (d) در 3 روز پس از PT بررسی شد. محور y تغییر برابر نسبی در بیان پروتئین هدف و میزان مرگ سلولی در 3 روز پس از PT است. داده ها به صورت میانگین ± خطاهای استاندارد میانگین ارائه می شوند. * p < 0.05

3.4. نقش PT در بیان لیگاند مرگ سلولی برنامه ریزی شده 1 (PD-L1)

PD-L1 یک عامل تعیین کننده حیاتی تعادل در ریزمحیط تومور ایمنی است [31]. PT بیان PD-L1 را در سلول های تومور کبدی افزایش داد و سطح بیان با دوز RBE PT در شرایط آزمایشگاهی همبستگی مثبت داشت (شکل 5a,b). برای تایید بیشتر اثرات PT بر PD-L1 در داخل بدن، سطح بیان PD-L1 را در تومورهای HCC موش با استفاده از IF و FACS بررسی کردیم. داده های شکل 5c,d افزایش قابل توجهی بیان PD-L1 را در تومورها 3 روز پس از PT نشان می دهد. همچنین بررسی کردیم که آیا PT بیان PD-L1 را در MDSCها با استفاده از سلول‌های میلوئید CD11b+ از تومورها تنظیم می‌کند یا خیر. نتایج نشان داد که PT بیان PD-L1 را در سلول های CD11b+ مرتب شده افزایش داد (شکل 5e,f).

3.5. اثر PD-L1 بر پاسخ HCC به PT در داخل بدن

برای تعیین اینکه آیا PD-L1 نقشی در حساسیت پرتوی تومورهای کبدی به PT در میزبان‌های دارای قابلیت ایمنی ایفا می‌کند، RT موضعی با PT 12 Gy (RBE) به تومورهای کاشته‌شده زیر جلدی در موش‌ها با یا بدون درمان ضد PD-L1 انجام شد. همانطور که در شکل 6a-c نشان داده شده است، anti-PD-L1 اثر مهار تومور ناشی از PT را که با کاهش تکثیر سلولی و افزایش مرگ سلولی پس از تابش همراه است، افزایش داد. علاوه بر این، برای تأیید اثرات تنظیمی ضد PD-L1 بر روی ریزمحیط تومور ایمنی بدن پس از PT، ما پاسخ ایمنی را با استفاده از یک مدل تومور ارتوتوپی HCC موش بررسی کردیم. داده‌ها نشان می‌دهند که ضد PD-L1 جذب MDSC را کاهش داد و CD{15}} TIL‌های مرتبط با تومورهای کوچک‌تر را در مقایسه با PT به تنهایی افزایش داد (شکل 6d-f)

3.6. انسداد PD-L1 اثر آبسکوپال را بر سرطان کبد به دنبال PT افزایش می دهد

گزارش شده است که تابش باعث ایجاد اثرات ابسکوپال در محل‌های سرطانی دوردست و درمان‌نشده می‌شود که با استفاده از داروهای تعدیل‌کننده ایمنی تقویت می‌شوند [32-34]. بر این اساس، ما بیشتر اثر آبسکوپال ناشی از PT بر تومورهای کبدی و تأثیر درمان ترکیبی با آنتی بادی ضد PD-L1 را بررسی کردیم. همانطور که در شکل 7a،b و شکل تکمیلی S1 نشان داده شده است، استفاده از PT موضعی به تومور به تنهایی باعث ایجاد تومورهای کوچکتر با متابولیسم گلوکز پایین در تومورهای تحت تابش بالای ران راست شد، اما مهار تومور قابل توجهی در تومورهای ثانویه بدون تابش در قسمت فوقانی پشت نشان نداد. ، در مقایسه با گروه sham-RT. درمان ترکیبی با آنتی بادی ضد PD-L1 بلافاصله پس از PT، اثر تومورکشی را در میدان تابش شده با PT افزایش داد و منجر به پسرفت تومورهای ثانویه در خارج از میدان تابش شده شد. تجزیه و تحلیل سلول‌های ایمنی نفوذگر به تومور نشان داد که ضد PD-L1 جذب MDSC را ضعیف می‌کند، CD{16}} TILs را افزایش می‌دهد و تکثیر سلولی را در تومورهای بدون تابش کاهش می‌دهد (شکل 7c،d) موش‌هایی که PT موضعی به تومورهای اولیه دریافت کرده‌اند. این نتایج نشان می‌دهد که anti-PD-L1 پاسخ ایمنی ضد توموری را افزایش داده و اثر آبسکوپال را در میزبان‌های دارای ایمنی بدن به دنبال تابش موضعی PT افزایش می‌دهد.

شکل 4. پاسخ ایمنی مرتبط با PT. بیان نشانگر CD163 در سلول‌ها در انتهای پلاریزاسیون ماکروفاژ M2 از طریق FACS (a) (I: کنترل؛ II: + رویی کشت سلول سرطانی؛ III: + سلول‌های سرطانی؛ IV: +6 Gy) آنالیز شد. (RBE) رویی کشت سلول سرطانی تابش شده با PT؛ V: سلول های سرطانی تابش شده با PT +6 Gy (RBE). درصد سلول‌های CD{9}}HLA-DR- از PBMC‌های انکوبه‌شده با یا بدون سلول‌های HuH7 تابش شده با 0، 3 یا 6 گری (RBE) به مدت 48 ساعت مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت (b)، و بیان iNOS در سلول‌های CD مرتب‌شده{16}HLA-DR- از طریق IF (DAPI، آبی؛ iNOS، قرمز) تجزیه و تحلیل شد (c). وسعت سلول‌های CD{18}} در تومورهای تابش‌شده 12 روز پس از PT از طریق IF (DAPI، آبی؛ CD163، قرمز) (d) مورد بررسی قرار گرفت، و تأثیر تابش PT بر جذب مونوسیتی-MDSC از طریق FACS ارزیابی شد. ه) علاوه بر این، میزان تکثیر سلول های T از طریق FACS با یا بدون انکوباسیون با سلول های سرطانی تابش شده با PT مورد بررسی قرار گرفت. تصاویر نماینده و داده های کمی نشان داده شده است (f). درمان سلول‌های CD{24}} را با دانه‌های تحریک ضد CD3/CD28 در حضور MDSC همراه با سلول‌های سرطانی با یا بدون تابش PT نشان داد. داده ها به صورت میانگین ± خطاهای استاندارد میانگین ارائه می شوند. * p < 0.05.

شکل 5. اثر PT بر بیان PD-L1. سطوح PD-L1 با استفاده از (الف) IF (DAPI، آبی؛ PD-L1، سبز)، (ب) رنگ‌آمیزی FACS برای سلول‌های سرطانی کبد انسان و موش در 48 ساعت پس از PT در شرایط آزمایشگاهی و (ج) FACS، ارزیابی شد. و (د) IF برای تومورهای کبد موش در زمان های نشان داده شده پس از PT برای 12 گری (RBE) در داخل بدن. محور y تغییر برابر نسبی در بیان PD-L1 در شرایط نشان داده شده پس از PT است. داده ها به صورت میانگین ± خطاهای استاندارد میانگین ارائه می شوند. * p < 0.05. علاوه بر این، بیان PD-L1 در سلول‌های CD11b+ موش به دنبال تابش PT از طریق (e) IF و (f) تجزیه و تحلیل FACS (سلول‌های CD11b+، نقاط آبی) ارزیابی شد.

شکل 6. اثر PD-L1 بر پاسخ HCC به PT در داخل بدن. (الف) اثر درمان ضد PD-L1 بر تأخیر رشد تومور. محور y تغییر برابر نسبی در اندازه تومور زیر جلدی ناشی از anti-PD-L1 پس از PT است. داده ها نشان دهنده میانگین آزمایش ها هستند، * p < {{1{15}}}}.05. (ب) اثرات in vivo آپوپتوز ناشی از درمان با استفاده از FACS با رنگ آمیزی Annexin V-PI ارزیابی شد. محور y تغییر برابر نسبی در میزان مرگ سلولی پس از PT است. داده ها به صورت میانگین ± خطاهای استاندارد میانگین ارائه می شوند. * p < 0.05. (ج) ایمونوهیستوشیمی برای آسیب DNA ناشی از RT و Ki{18}} در تومورها در زمان‌های مشخص شده پس از PT برای 12 گری (RBE). (د) اثر درمان ضد PD-L1 بر مهار تومور در یک مدل تومور ارتوتوپی ارزیابی شد. تصاویر نماینده و داده های کمی 12 روز پس از تابش موضعی PT یا تابش شم نشان داده می شود. محور y تغییر برابر نسبی در اندازه تومور کبد است. داده ها نشان دهنده میانگین آزمایش ها، * p <0.05. (ه) وسعت سلول‌های ki{27}}، CD{28}TIL، و CD11b+ در تومورهای تحت تابش 12 روز پس از PT با استفاده از IF (DAPI، آبی؛ ki{32}} و CD3، سبز) مورد بررسی قرار گرفت. ؛ CD11b، قرمز). (f) اثر anti-PD-L1 همراه با تابش PT بر استخدام MDSC با استفاده از FACS ارزیابی شد.

شکل 7. اثر آبسکوپال بر سرطان کبد به دنبال PT. رشد تومورهای بدون تابش در قسمت فوقانی پشت از طریق آنالیز FMT جذب گلوکز (a) و تصاویر تومور (b) در زمان‌های مشخص شده از موش‌هایی که PT را برای 12 گری (RBE) دریافت کرده بودند تا تومور اولیه فقط روی ران راست تعیین شد. PT (+): موش ها 12 گری (RBE) را به تومور اولیه روی ران راست دریافت کردند، اما به تومور ثانویه بالای کمر دریافت نکردند. تصاویر و داده های کمی از تومورهای بدون تابش در 0، 3 و 12 روز پس از تابش PT با یا بدون درمان ضد PD-L1 نشان داده شده است. محور y نشان دهنده تغییر برابر نسبی در مقدار FMT و اندازه تومور در زمان مشخص شده پس از PT است. علاوه بر این، تصاویر معرف سطح ki{11}} و نفوذ سلول‌های CD11b+ و سلول‌های CD{14}} در تومورهای ثانویه بدون تابش 12 روز پس از PT موضعی با استفاده از IF نشان داده می‌شود (DAPI، آبی؛ ki{16} }} و CD3، سبز؛ CD11b، قرمز) (ج). تجمع MDSCs (d) در تومور ثانویه بدون تابش با استفاده از فلوسیتومتری تجزیه و تحلیل شد. محور y تغییر برابر نسبی است. داده ها نشان دهنده میانگین آزمایش ها هستند، * p < 0.05

4. بحث

نتایج این مطالعه نشان می‌دهد که از دست دادن سلول‌های تشکیل‌دهنده کلنی ناشی از PT وابسته به دوز و مشابه با تابش فوتون است. سطح آسیب DNA ترمیم نشده ناشی از تشعشع، تعیین کننده اصلی پاسخ تشعشع خاص بافت است. داده های ما نشان می دهد که مرگ سلولی ناشی از PT با افزایش سطح نشانگرهای آسیب DNA مرتبط است. گزارش شده است که چندین سایتوکین مرتبط با تومور توسط تابش تنظیم می شوند و می توانند زیرمجموعه های ایمنی را در ریزمحیط تومور جذب و قطبی کنند [35،36]. ما قبلاً گزارش داده‌ایم که بیان IL{6}} توسط فوتون RT تنظیم می‌شود و افزایش IL6 با پاسخ تشعشع تومورهای کبدی مرتبط است [28]. مطالعات پیش بالینی نشان داده است که تنظیم افتراقی عوامل التهابی پس از PT در مقابل تابش فوتون، از جمله برای IL{9}} [6،7،37] وجود دارد. ما با استفاده از آزمایش‌های سلولی نشان می‌دهیم که تابش PT همچنین سطح بیان IL{13}} را به شیوه‌ای وابسته به دوز تنظیم می‌کند. پاسخگویی تومور به درمان تحت تأثیر تکثیر سلول های تومور و ریزمحیط تومور است. استفاده از مدل های موش یک استراتژی بهینه برای ارزیابی پاسخ درمانی است. با توجه به دانش ما، تعداد کمی از سری های پیش بالینی پاسخ تومورهای کبدی را به PT ارائه کرده اند. داده های in vivo مرگ سلول های تومور و تاخیر رشد تومور ناشی از PT در موش های حامل تومور کبدی در مطالعه حاضر نشان داده شد. علاوه بر حساسیت پرتویی سلولی ذاتی، رشد مجدد تومور پس از رادیوتراپی in vivo ممکن است به طور قابل ملاحظه ای تحت تأثیر چندین عامل التهابی و استرومایی قرار گیرد [38،39]. انواعی از اثرات پایین‌دست مربوط به ایمنی توسط RT القا می‌شوند، از جمله اثرات تحریک‌کننده ایمنی و سرکوب‌کننده سیستم ایمنی. RT ایمنی ضد سرطانی را از طریق القای مرگ سلولی ایمنی‌زا تحریک می‌کند، آنتی‌ژن‌های جدید را به اجزای سیستم ایمنی آزاد می‌کند و متعاقباً منجر به بهبود پرایمینگ و فعال‌سازی سلول‌های T موثر می‌شود. از سوی دیگر، RT منجر به اثرات سرکوب کننده سیستم ایمنی می شود، مانند استخدام MDSCها در ریزمحیط تابش شده [39،40]. استخدام MDSC ها عامل تعیین کننده ریزمحیط تومور سرکوب کننده سیستم ایمنی به دنبال RT است. MDSCها به عنوان تنظیم کننده های اصلی پاسخ های ایمنی در سرطان و سایر شرایط پاتولوژیک ظاهر شده اند. شواهد از کمک های کلیدی MDSC در پیشرفت تومور پشتیبانی می کنند. ما قبلا گزارش دادیم که افزایش MDSC می تواند توسط RT ایجاد شود و این افزایش با مقاومت RT در یک مدل حیوانی HCC مرتبط است [28]. مطالعه ارائه‌شده نشان داد که PT منجر به فعال‌سازی MDSC مرتبط با القای MDSCهای مونوسیتی در موش‌های حامل تومور می‌شود. زیرمجموعه جدیدی از MDSCها که به عنوان MDSCهای مونوسیتی شناسایی می شوند به عنوان مونوسیت های CD{24}HLA-DR- از خون محیطی بیماران و CD11b+Ly6G- در موش ها تعریف می شوند [20،23،41]. بیان iNOS به عنوان یک نشانگر عملکردی مهار سلول T، استاندارد طلایی برای ارزیابی عملکرد MDSC است [42]. آزمایش‌ها با استفاده از انکوباسیون PBMC با سلول‌های سرطانی نشان داد که PT توانایی سلول‌های سرطانی را برای القای MDSC در مونوسیت‌ها افزایش می‌دهد و بیان iNOS را در زیر مجموعه سلول‌ها افزایش می‌دهد. علاوه بر این، داده‌های ما نشان می‌دهد که کشت همزمان با سلول‌های CD11b، تکثیر سلول‌های T را کاهش می‌دهد، و سرطان تحت تابش PT توانایی سرکوب سلول‌های CD11b را بر تکثیر سلول‌های T در آزمایش‌های هم‌کشتی کاهش می‌دهد.

دودمان سلولی میلوئید شبکه ای از سلول های سرکوب کننده سیستم ایمنی را تشکیل می دهد که در اکثر بیماران سرطانی وجود دارد و به شدت تولید ایمنی ضد توموری را مهار می کند. ماکروفاژها، سلول‌های ایمنی فراوان در ریزمحیط تومور، تنظیم‌کننده‌های مهم التهاب مزمن هستند. پیشنهاد شده است که ماکروفاژها می توانند به سمت فنوتیپ M2 پلاریزه شوند که به ریزمحیط سرکوب کننده ایمنی کمک می کند [43]. سلول‌های تک هسته‌ای در تومورها احتمالاً در مراحل مختلف تمایز از مونوسیت‌ها/مونوسیتی-MDSCها به ماکروفاژهای M2 مرتبط با تومور وجود دارند. این شبکه بین MDSCها و ماکروفاژهای M2 مرتبط با تومور نشان می دهد که M2 را می توان از MDSCهای مونوسیتی متمایز کرد. شواهد نشان می دهد که RT نقش تنظیمی در ماکروفاژها با قطبش M1/M2 برای تعدیل پاسخ ایمنی دارد [44،45]. ما نشان دادیم که کشت همزمان با سلول‌های تحت تابش PT منجر به افزایش بیان مارکرهای M2 در شرایط آزمایشگاهی و تومورهای تحت تابش PT در داخل بدن می‌شود. فعال شدن پاسخ های ایمنی ضد سرطانی برای اثربخشی RT حیاتی است.

cistanche tubulosa - بهبود سیستم ایمنی

مکانیسم های ایمنی متعدد در ایجاد و پیشرفت HCC مهم هستند و با پیش آگهی مرتبط هستند. مهارکننده های ایست بازرسی که PD1 و PDL1 را هدف قرار می دهند، فعال، قابل تحمل و از نظر بالینی در برابر HCC پیشرفته مفید هستند [46]. PD-L1، یک بیومارکر اصلی سلولی، نقشی در فرار ایمنی، از جمله مهار نظارت ایمنی با واسطه سلول T و تنظیم پلاریزاسیون ماکروفاژ M2 دارد [13،31،47]. دگرگونی محور PD-1/PD-L1 برای سرکوب عملکرد سیتوتوکسیک سلول‌های T، که ممکن است علت پاسخ‌های ایمنی میزبان گریز از تومور و کشتن ناقص سلول‌های تومور پس از تابش باشد، مشاهده شد. PD-L1 به طور گسترده در سلول های خونساز، از جمله سلول های T، ماکروفاژها و سلول های تومور قرار داشت. PD{17}}/PD-L1 یک نقطه بازرسی ایمنی قابل‌توجه است که منجر به آنرژی سلول‌های T می‌شود. آنتی بادی های PD-L1، یک محاصره ایست بازرسی ایمنی، برای درمان کمکی برخی سرطان ها و به عنوان یک ایمونوتراپی امیدوارکننده برای بیماران HCC پیشرفته تایید شده است [48،49]. مهارکننده های PDL1 یکی از ستون فقرات درمان های سیستمیک در عمل بالینی یا در حال توسعه برای HCC هستند. علاوه بر این، اثرات سرکوب‌کننده ایمنی ناشی از RT، پتانسیل ترکیب موفقیت‌آمیز پرتو با اشکال مختلف ایمونوتراپی را برای لغو این اثرات سرکوب‌کننده ایمنی نشان می‌دهد. MDSC ها می توانند به مقاومت بیمار در برابر مهار ایست بازرسی ایمنی کمک کنند. ما نشان دادیم که PT بیان PD-L1 را در تومورها و MDSCها به روشی وابسته به دوز در شرایط in vitro و in vivo تنظیم می‌کند. اثرات سرکوب کننده سیستم ایمنی ناشی از RT پتانسیل ترکیب موفقیت آمیز پرتو با اشکال مختلف ایمونوتراپی را برای لغو این اثرات سرکوب کننده سیستم ایمنی نشان می دهد. تحقیقات پیش بالینی نشان داده است که ترکیب فوتون RT و ایمونوتراپی، هم افزایی درمانی را برای بهبود کنترل تومور نشان می دهد [15]. همانطور که می دانیم ترکیب RT و ایمونوتراپی هنوز در مراحل اولیه است و هیچ مشخصات بهینه ای از دوز RT، انواع RT یا توالی RT و ایمونوتراپی وجود ندارد. برای روشن شدن این موضوع از تابش PT همراه با ایمونوتراپی، ما درمان ضد PD-L1 را با تابش PT تومورهای کبد در مدل‌های تومور سیژنیک ترکیب کردیم. ما دریافتیم که ترکیب با آنتی بادی ضد PD-L1 سرطان کبد را به تابش PT حساس می کند، همانطور که توسط یک تومور کوچکتر مرتبط با افزایش مرگ سلولی تومور نشان داده شده است. علاوه بر این، درمان ضد PD-L1 جذب MDSC را مهار کرد و فیلتراسیون سلول‌های CD{41}} را در تومورهای تابش‌شده با PT افزایش داد.

RT به طور کلاسیک به عنوان یک درمان محلی در نظر گرفته می شود که سلول های تومور را از طریق آسیب DNA ذاتی در میدان تابش از بین می برد. علاوه بر این، پاسخ ابسکوپال به پرتو یک پدیده به خوبی تثبیت شده است که در آن تومورهای خارج از میدان تشعشع نیز به درمان پاسخ می دهند. تصور می شود که اثر آبسکوپال به واسطه سیستم ایمنی ایجاد می شود. زمانی که پرتو در دوزهای درمانی استفاده شود، بخشی از سلول های سرطانی در تومور از طریق مرگ سلولی ایمنی زا می میرند. مرگ سلول های تومور ناشی از RT با تولید سیگنال های مولکولی خاص و آنتی ژن های بیشتری که به اجزای سیستم ایمنی ارائه می شود، مرتبط است. گزارش شده است که RT ممکن است باعث ایجاد یک اثر ابسکوپال مرتبط با ایمنی شود، که به این معنی است که RT نه تنها یک اثر تومورکشی روی تومور هدف دارد، بلکه یک اثر ضد توموری در مکان‌های دور و درمان نشده سرطان دارد [32،50،51]. در میان عوامل القا شده با RT، توانایی تشعشع برای ترویج تشخیص سلول های سرطانی توسط سلول های T احتمالاً از اهمیت ویژه ای برای اثر آبسکوپال برخوردار است. این اثر با مرگ سلول های تومور برای تحریک ایمنی ضد توموری مرتبط است که می تواند با استفاده از عوامل تعدیل کننده ایمنی تقویت شود. علاوه بر این، پمبرولیزوماب 15 تا 20 درصد بهبودهای عینی ایجاد می کند که با بقای طولانی مدت در HCC مرتبط است [46]. یکی از نکات مهم در مورد مهارکننده های ایست بازرسی، کارایی و ایمنی آنها است. واضح است که ایمونوتراپی برای همه بیماران فایده ای ندارد. نحوه غلبه بر مقاومت تومور در برابر ایمونوتراپی موضوع مهمی است. علل بالقوه مقاومت تومور شامل مقاومت درونی و ایجاد آنتی بادی های ضد دارویی است که فعالیت ایمونوتراپی را خنثی می کند. برای به دست آوردن یک تحریک ایمنی قوی، درمان های موضعی مختلف را می توان به طور متوالی یا همزمان با ایمونوتراپی سیستمیک ترکیب کرد. احتمالاً ایمونوتراپی با مداخلات محلی در HCC هم افزایی دارد. HCC اغلب چند کانونی است و نواحی بالقوه پیش سرطانی به صورت متاکرون در سراسر آن در حال توسعه هستند. در اینجا، ما بیشتر بررسی کردیم که آیا ترکیب PT با anti-PD-L1 اثر آبسکوپ PT را برای افزایش کنترل تومورهای متاکرون کبد افزایش می دهد یا خیر. داده‌های ما نشان می‌دهد که ترکیب PT با anti-PD-L1 باعث ایجاد اندازه‌های کوچک‌تر تومور در تومورهای ثانویه بدون تابش در مقایسه با مواردی که توسط PT یا anti-PD-L1 به تنهایی ایجاد می‌شود، می‌شود. داده‌های ما همچنین نشان می‌دهد که ترکیب با anti-PD-L1 با TIL‌های تقویت‌شده و کاهش جذب MDSC در تومورهای دوردست بدون تابش موش‌هایی که PT موضعی دریافت کرده‌اند، همراه بود. این نتایج نشان می‌دهد که ضد PD-L1 ایمنی ضد توموری را تقویت می‌کند، که واسطه افزایش فعالیت‌های کشتن تومور اولیه و اثر آبسکوپال در موش‌های حامل تومور است که تابش PT موضعی دریافت کرده‌اند.

cistanche tubulosa - بهبود سیستم ایمنی

5. نتیجه گیری ها

منطق ترکیب رادیوتراپی و ایمونوتراپی این است که پرتودرمانی می تواند ایمنی ضد توموری هم افزایی ایجاد کند و ایمونوتراپی بر پاسخ های سرکوب سیستم ایمنی در ریزمحیط تومور تحت تابش غلبه می کند. به طور خلاصه، ما پیشنهاد می‌کنیم که علاوه بر اثر بیولوژیکی روی سلول‌های سرطانی، PT همچنین دارای یک اثر تعدیل ایمنی بر روی ریزمحیط تومور است. داده‌های ما نشان می‌دهد که ضد PD-L1 باعث ایجاد ایمنی ضد سرطانی و متعاقباً افزایش پاسخ تومورهای اولیه و دور به تابش PT می‌شود. استفاده از anti-PD-L1 همراه با PT می تواند یک استراتژی امیدوارکننده برای درمان HCC باشد.

منابع

1. بری، اف. فرلی، جی. سورجوماتارام، آی. سیگل، R.-L. توره، L.-A. جمال، ای. آمار جهانی سرطان 2018: برآوردهای GLOBOCAN از بروز و مرگ و میر در سراسر جهان برای 36 سرطان در 185 کشور. CA Cancer J. Clin. 2018، 68، 394-424. [CrossRef]

2. چونگ، م. قیصر، ا. مولیتوریس، جی. مندز رومرو، آ. Apisarnthanarax، S. پرتو درمانی پروتون برای سرطان های کبد. J. دستگاه گوارش. اونکول. 2020، 11، 157-165. [CrossRef]

3. یو، جی.-اس. یو، جی.-آی. پارک، اچ.-سی. پروتون درمانی برای سرطان کبد: دانش فعلی و چشم اندازهای آینده World J. Gastroenterol. 2018، 24، 3090–3100. [CrossRef]

4. یوان، T.-Z. ژان، ز.-جی. کیان، سی.-ن. مرزهای جدید در پروتون درمانی: کاربردها در سرطان انجمن سرطان. 2019، 39، 61. [CrossRef] [PubMed]

5. دیکمار، س. فاسین، ای. کازیمووا، تی. Knobel, P.-A.; تلارویچ، آی. تشانز، اف. والر، وی. وینکلر، آر. یونگ، سی. Zingariello، D. اثربخشی بیولوژیکی نسبی تابش پروتون در وابستگی به ترمیم آسیب DNA. برادر جی. رادیول. 2020، 93، 20190494. [CrossRef] [PubMed]

6. لوهر، ع. فون نوبک، سی. کراوس، ام. Troost، EGC اثربخشی بیولوژیکی نسبی در درمان پرتو پروتون - دانش فعلی و چالش‌های آینده. کلین ترجمه رادیات. اونکول. 2018، 9، 35-41. [CrossRef]

7. گیردانی، س. ساکس، آر. Hlatky، L. اثرات بیولوژیکی تابش پروتون: آنچه ما می دانیم و نمی دانیم. رادیات. Res. 2013، 179، 257-272. [CrossRef]

8. ون لیمبرگن، ای.-جی. De Ruysscher، D.-K. اولیو پیمنتل، وی. مارکوس، دی. بربی، م. هوبن، ا. Rekers، N.; آنها، جی. یارومینا، ا. Dubois، L.-J. و همکاران ترکیب رادیوتراپی با ایمونوتراپی: گذشته، حال و آینده برادر جی. رادیول. 2017, 90, 20170157. [CrossRef]

9. Shabason, J.-E.; مین، ای.-جی. انسداد ایست بازرسی پرتو و ایمنی: از نیمکت تا کلینیک. سمین. رادیات. اونکول. 2017، 27، 289-298. [CrossRef] [PubMed]

10. لو، سی. رانگ، دی. ژانگ، بی. ژنگ، دبلیو. وانگ، ایکس. چن، ز. تانگ، دبلیو. دیدگاه های فعلی در مورد ریزمحیط تومور سرکوب کننده سیستم ایمنی در سرطان کبد: چالش ها و فرصت ها. مول. سرطان 2019، 18، 130. [CrossRef]

11. بیرد، ج.-ر. منجزب، ع.-م. شاه، او. مک گی، اچ. مورفی، W.-J. کریتندن، ام.-ر. گوف، ام.-جی. تحریک ایمنی ذاتی برای تقویت کنترل تومور ناشی از پرتودرمانی. بین المللی ج. رادیات. اونکول. Biol. فیزیک 2017، 99، 362-373. [CrossRef]

12. برنشتاین، م.-بی. کریشنان، اس. هاج، J.-W. چانگ، جی.-ای. ایمونوتراپی و رادیوتراپی فرسایشی استریوتاکتیک (ISABR): یک رویکرد درمانی؟ نات. کشیش کلین. اونکول. 2016، 13، 516-524. [CrossRef] [PubMed]

13. Pilones, K.-A.; Vanpouille-Box، C.; دماریا، S. ترکیبی از رادیوتراپی و مهارکننده های ایست بازرسی ایمنی. سمین. رادیات. اونکول. 2015، 25، 28-33. [CrossRef] [PubMed]

14. ایشیهارا، د. پاپ، ال. تاکشیما، تی. آیینگر، پ. هانان، آر. دلیل و شواهد برای ترکیب پرتودرمانی و ایمونوتراپی برای درمان سرطان. سرطان ایمونول. ایمنی دیگر. 2017، 66، 281-298. [CrossRef]

15. Lee, Y.-H.; تای، دی. ییپ، سی. چو، اس.-پی. Chew, V. ایمونوتراپی ترکیبی برای سرطان کبد: رادیوتراپی، محاصره نقاط بازرسی ایمنی و فراتر از آن. جلو. ایمونول. 2020, 11, 568759. [CrossRef] [PubMed]

16. چوی، سی. یو، جی.-اس. چو، W.-K. پارک، اچ.-سی. بهینه سازی رادیوتراپی با انسداد ایست بازرسی ایمنی در کارسینوم کبدی World J. Gastroenterol. 2019، 25، 2416–2429. [CrossRef]

17. جنین، م. کلمنت، اف. فتاچیولی، آ. رئیس، م. ماکروفاژهای Michiels، C. M1 و M2 مشتق شده از سلول های THP{3}} به طور متفاوتی پاسخ سلول های سرطانی به اتوپوزید را تعدیل می کنند. BMC Cancer 2015, 15, 577. [CrossRef] [PubMed]

18. Guo, F. فنگ، Y.-C.; ژائو، جی. ژانگ، آر. چنگ، ز.-ز. کنگ، W.-N. وو، اچ.-ال. خو، بی. Lv، X.; Ma، XM مرتبط با تومور CD163(+) نفوذ ماکروفاژ M2 به شدت با بیان PD-L1 در سرطان دهانه رحم مرتبط است. مدیریت سرطان. Res. 2020، 12، 5831–5843. [CrossRef]

19. کاستا، ال. نوی، آر. سویرزاک، آ. سوگانو، جی. اسمیت، اچ. ویچمن، ال. پولارد، J.-W. جداسازی ماکروفاژهای مرتبط با تومور موش و انسان. Adv. انقضا پزشکی Biol. 2016، 899، 211-229.

20. چیکاماتسو، ک. ساکاکورا، ک. تویودا، م. تاکاهاشی، ک. یاماموتو، تی. Masuyama، K. فعالیت سرکوب کننده سیستم ایمنی سلول های CD{1} HLA-DR- در کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن. Cancer Sci. 2012، 103، 976-983. [CrossRef]

21. چن، م.-ف. Kuan، F.-C. ین، T.-C.; لو، ام.-اس. لین، پی.-ای. چانگ، Y.-H. چن، دبلیو.-سی. لی، ک.-دی. سلول های سرکوبگر مشتق از میلوئید HLA-DR- CD11b+ CD تحریک شده با IL با پیشرفت و پیش آگهی ضعیف در کارسینوم سلول سنگفرشی مری همراه است. Oncotarget 2014, 5, 8716-8728. [CrossRef]

22. Paganetti، H. مقادیر اثربخشی بیولوژیکی نسبی (RBE) برای درمان پرتو پروتون. تغییرات به عنوان تابعی از نقطه پایانی بیولوژیکی، دوز و انتقال انرژی خطی. فیزیک پزشکی Biol. 2014، 59، R419–R472. [CrossRef] [PubMed]

23. برونته، وی. براندو، اس. چن، اس.-اچ. کلمبو، ام.-پی. فری، A.-B. گرتن، تی.-ف. ماندروزاتو، اس. موری، پی.-جی. اوچوا، ا. اوستراند روزنبرگ، اس. و همکاران توصیه هایی برای نامگذاری سلول های سرکوبگر مشتق شده از میلوئید و استانداردهای مشخصه. نات. اشتراک. 2016, 7, 12150. [CrossRef]

24. کورتیس، ام.-جی. باند، R.-A.; اسپینا، دی. احلوالیه، ع. الکساندر، SPA; Giembycz، M.-A.; گیلکریست، ا. هویر، دی. اینسل، P.-A.; ایزو، A.-A. طراحی و تجزیه و تحلیل تجربی و گزارش آنها: راهنمای جدید برای انتشار در BJP. برادر J. Pharmacol. 2015، 172، 3461-3471. [CrossRef]

25. هایکروال، اس.-ج. هاگکیریاکو، جی. مک مانوس، ام. مارتین، O.-A. هاینز، N.-M. ایجاد ایمنی در برابر سرطان با پرتودرمانی سرطان لت. 2015، 368، 198-208. [CrossRef] [PubMed]

26. یوان، س. لیو، ز. خو، ز. لیو، جی. Zhang, J. جعبه 1 گروه تحرک بالا (HMGB1): تنظیم کننده اصلی بدخیمی های خونساز. J. هماتول. اونکول. 2020، 13، 91. [CrossRef] [PubMed]

27. سوزوکی، ی. میمورا، ک. یوشیموتو، ی. واتانابه، م. اوهکوبو، ی. ایزاوا، س. موراتا، ک. فوجی، اچ. ناکانو، تی. کونو، K. مرگ سلولی تومور ایمونوژنیک ناشی از کمورادیوتراپی در بیماران مبتلا به کارسینوم سلول سنگفرشی مری. سرطان. Res. 2012، 72، 3967-3976. [CrossRef]

28. چن، م.-ف. حسیه، سی. چن، دبلیو.-سی. لای، سی.-اچ. نقش اینترلوکین{5}} در پاسخ تشعشعی تومورهای کبدی. بین المللی ج. رادیات. اونکول. Biol. فیزیک 2012، 84، e621–e630. [CrossRef] [PubMed]

29. لیائو، ی. لیو، اس. فو، اس. Wu, J. HMGB1 در رادیوتراپی: سیگنال دو سر تنظیم کننده حساسیت به پرتو و ایمنی تومور. اونکول. اهداف وجود دارد. 2020، 13، 6859–6871. [CrossRef]

30. Guo, Y.; خو، اف. لو، تی. دوان، ز. ژانگ، ز. اینترلوکین-6 مسیر سیگنالینگ در درمان هدفمند سرطان. درمان سرطان. Rev. 2012, 38, 904-910. [CrossRef]

31. افرین، س. Dermime, S. مولکول B7-H1 مهارکننده ایمنی به عنوان یک هدف بالقوه در سرطان: کشتن بسیاری از پرندگان با یک سنگ. هماتول. اونکول. ساقه. سلول. آنجا 2014، 7، 1-17. [CrossRef]

32. Formenti, S.-C.; دماریا، S. پرتودرمانی برای تبدیل تومور به واکسن درجا. بین المللی ج. رادیات. اونکول. Biol. فیزیک 2012، 84، 879-880. [CrossRef]

33. رودریگز-روئیز، م.-ای. ویتال، آی. هرینگتون، ک.-جی. ملرو، آی. Galluzzi، L. تاثیر ایمونولوژیک سیگنال مرگ سلولی که توسط تشعشع بر روی ریزمحیط تومور هدایت می شود. نات. ایمونول. 2020، 21، 120-134. [CrossRef]

34. لیو، ی. دونگ، ی. کنگ، ال. شی، اف. زو، اچ. Yu, J. اثر Abscopal رادیوتراپی همراه با مهارکننده های ایمون بازرسی. J. هماتول. اونکول. 2018، 11، 104. [CrossRef] [PubMed] 35. Hill, R.-P. الگوی تغییر پاسخ تومور به تابش برادر جی. رادیول. 2017, 90, 20160474. [CrossRef]

36. موکرجی، س. چاکرابورتی، الف. پدیده تماشاگر ناشی از تشعشع: بینش و مفاهیم در پرتودرمانی. بین المللی ج. رادیات. Biol. 2019، 95، 243-263. [CrossRef] [PubMed]

37. گامیرو، اس.-ر. ملاماس، A.-S.; برنشتاین، M.-B. Tsang، K.-Y.; واسانتاچارت، ا. سهو، ن. خیاط، آر. پیدیکیتی، ر. گوها، سی.-پی. هان، اس.-م. و همکاران سلول‌های توموری که در معرض تابش پروتون یا فوتون قرار می‌گیرند، دارای یک امضای مدولاسیون ایمنی مشترک هستند که آنها را نسبت به کشتار با واسطه سلول T حساس‌تر می‌کند. بین المللی ج. رادیات. اونکول. Biol. فیزیک 2016، 95، 120-130. [CrossRef]

38. سان، ی. نلسون، P.-S. مسیرهای مولکولی: شامل پاسخ های آسیب ریزمحیط در مقاومت به درمان سرطان. کلین سرطان Res. 2012، 18، 4019–4025. [CrossRef] [PubMed]

39. کوزین، S.-V. کامون، و.- س. هوانگ، ی. داوسون، ام.-ر. جین، R.-K. دودا، D.-G. به کارگیری سلول های پیش ساز میلوئید اما نه اندوتلیال رشد مجدد تومور را پس از تابش موضعی تسهیل می کند. سرطان Res. 2010، 70، 5679-5685. [CrossRef] [PubMed]

40. کائو، ج. Ko، E.-C. آیزنشتاین، اس. سیکورا، A.-G. فو، اس. چن، اس.-اچ. هدف قرار دادن سلول های سرکوبگر مشتق از میلوئید سرکوب کننده ایمنی در انکولوژی کریت کشیش اونکول. هماتول. 2011، 77، 12-19. [CrossRef]

41. هوخست، بی. Ormandy، LA; بالمایر، م. لهنر، اف. کروگر، سی. منز، نماینده مجلس؛ گرتن، TF; Korangy، F. یک جمعیت جدید از سلول های سرکوبگر مشتق از میلوئید در بیماران سرطان کبد سلول های T CD4 (+) CD25 (+) Foxp3 (+) را القا می کند. Gastroenterology 2008، 135، 234-243. [CrossRef] [PubMed]

42. Hsu, C.-Y.; لین، Y.-C. چانگ، L.-Y. هوانگ، S.-K. هوانگ، سی.-اچ. یانگ، سی.-ک. هوانگ، سی.-تی. لین، سی.-ای. نقش درمانی سنتاز اکسید نیتریک القایی بیان کننده سلول های سرکوبگر مشتق از میلوئید در نارسایی کبد موش ناشی از استامینوفن. جلو. ایمونول. 2020, 11, 574839. [CrossRef]

43. پولارد، J.-W. ماکروفاژهای آموزش دیده به تومور باعث پیشرفت و متاستاز تومور می شوند. نات. Rev. Cancer 2004, 4, 71-78. [CrossRef] [PubMed]

44. وانگ، L.-X.; ژانگ، S.-X. وو، اچ.-جی. Rong، X.-L. پلاریزاسیون ماکروفاژ Guo، J. M2b و نقش آن در بیماری ها. J. Leukoc. Biol. 2019، 106، 345-358. [CrossRef] [PubMed]

45. چیانگ، سی.-اس. فو، S.-Y. وانگ، اس.-سی. یو، سی.-ف. چن، F.-H.; لین، سی.-م. هونگ، جی.-اچ. تابش یک فنوتیپ ماکروفاژ m2 را در هیپوکسی تومور ترویج می کند. جلو. اونکول. 2012، 2، 89. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​سنگرو، ب. ساروبه، پ. هرواس-استابز، اس. Melero, I. پیشرفت در ایمونوتراپی برای سرطان کبد. نات. Rev. Gastroenterol. هپاتول. 2021، 18، 525-543. [CrossRef]

47. لو، دی. نی، ز. لیو، ایکس. فنگ، اس. دونگ، ایکس. شی، ایکس. ژای، جی. آسیای میانه.؛ جیانگ، جی. وانگ، ز. و همکاران فراتر از سلول های T: درک نقش PD-1/PD-L1 در ماکروفاژهای مرتبط با تومور. J. Immunol. Res. 2019، 2019، 1919082. [CrossRef]

48. چنگ، A.-L. هسو، سی. چان، اس.-ال. چو، اس.-پی. Kudo، M. چالش های درمان ترکیبی با مهارکننده های ایمون بازرسی برای کارسینوم کبدی. ج.هپاتول. 2020، 72، 307–319. [CrossRef]

49. Hack, S.-P.; اسپان، جی. چن، ام. چنگ، A.-L. کاسب، ع. کودو، م. لی، اچ سی; یوپ، آ. چاو، پی. Qin, S. IMbrave 050: یک کارآزمایی فاز III آتزولی زوماب به علاوه بواسیزوماب در سرطان کبدی پرخطر پس از برداشتن یا فرسایش درمانی. اونکول آینده 2020، 16، 975–989. [CrossRef]

50. Park, S.-S.; دونگ، اچ. لیو، ایکس. هرینگتون، اس.-م. Krco، C.-J. گرم، M.-P.; منسفیلد، A.-S. فوروتانی، ک.-م. اولیویه، ک.-ر. کوون، ای.-دی. PD{9}} اثر آبسکوپال ناشی از رادیوتراپی را مهار می‌کند. سرطان ایمونول. Res. 2015، 3، 610-619. [CrossRef]

51. دماریا، س. نگ، بی. دویت، ام.-ال. باب، ج.اس. کاواشیما، ن. لیبس، ال. فورمنتی، اس.-سی. مهار اشعه یونیزان تومورهای درمان نشده دور (اثر abscopal) با واسطه ایمنی است. بین المللی ج. رادیات. اونکول. Biol. فیزیک 2004، 58، 862-870. [CrossRef] [PubMed]