عصاره گیاه سیستانچ تولید ATP میتوکندری را در قلب موش صحرایی و سلول های H9c2 افزایش می دهد.

تماس: آدری هوaudrey.hu@wecistanche.com

هوی یان لیونگ و کام مینگ کو

برای استناد به این مقاله: Hoi Yan Leung & Kam Ming Ko (2008) Herba Cistanche Extract Generation ATP Mitochondrial in Rat Hearts and H9c2 Cells, Pharmaceutical Biology, 46:6, 418-424, DOI: 10.1080/1380202088

خلاصه

برای بررسی اساس فارماکولوژیک عملکرد "یانگ- نیروبخش" گیاه سیستانچ [گیاه کامل خشک شده گیاه سیستانچی deserticola YC Ma (Orobanchaceae)]، در طب چینی، اثرات عصاره متانولی گیاه هربا سیستانچ بر ظرفیت تولید ATP میتوکندریایی بررسی شد. با استفاده از یک مدل قلب موش آزمایشگاهی و یک روش سلولی H9c2 در محل مورد بررسی قرار گرفت. درمان با عصاره گیاه هربا سیستانچ ظرفیت تولید ATP میتوکندری میوکارد را به روشی وابسته به دوز در موش‌ها افزایش داد، همانطور که با اندازه‌گیری آزمایشگاهی ارزیابی شد. تحریک ظرفیت تولید ATP با افزایش موازی در حمل و نقل الکترون میتوکندری همراه با پیرووات اما نه سوکسینات همراه بود. درمان Herba Cistanche همچنین فعالیت‌های مجتمع میتوکندری I و Complex III میوکارد را افزایش داد و میزان تحریک در فعالیت پیچیده I بیشتر بود. درمان Herba Cistanche باعث افزایش وابسته به دوز و زمان در ظرفیت تولید ATP میتوکندری در سلول‌های H9c2 شد. نتایج نشان می‌دهد که درمان هربا سیستانچ می‌تواند تولید ATP میتوکندریایی را در قلب موش صحرایی در شرایط محیطی و سلول‌های H9c2 در محل افزایش دهد، احتمالاً از طریق افزایش فسفوریلاسیون اکسیداتیو.

کلید واژه ها:ATP، Cistanche deserticola، سلول های H9c2، قلب، میتوکندری.

Cistanche deserticola YC Ma

مقدمه

"تقویت یانگ" که مظهر افزایش تعمیم عملکرد بدن در طب چینی است، شامل استفاده از انرژی در هدایت فرآیندهای مختلف بیوشیمیایی است. در این راستا، ATP که ارز جهانی انرژی در سوخت رسانی عملکرد سلولی است، عمدتاً از طریق فسفوریلاسیون اکسیداتیو در میتوکندری تولید می شود. ما فرض کرده‌ایم که گیاهان نیروبخش یانگ توانایی افزایش ظرفیت تولید ATP میتوکندریایی را دارند (کو و همکاران، 2004). این با یافته اخیر ما تأیید می‌شود که گیاهان تقویت‌کننده چینی "یانگ تقویت‌کننده" اما نه "یین مغذی" می‌توانند ظرفیت تولید ATP میوکارد را در قلب موش‌ها افزایش دهند (کو و همکاران، 2006). هربا سیستانچ، گیاه خشک کامل انگلی (به استثنای گل) Cistanche deserticola YC Ma (Orobanchaceae)، در طب سنتی چینی به عنوان یک گیاه تقویت کننده «یانگ نشاط بخش» طبقه بندی می شود (چن، 1998)، و به عنوان محبوب ترین به نظر می رسد. ماده تشکیل دهنده تعدادی از فرمولاسیون های ثبت اختراع چینی که برای تقویت یانگ استفاده می شود. در چین و ژاپن، هربا سیستانچ به طور گسترده برای درمان تعدادی از علائم کمبود یانگ استفاده می شود. مطالعات فارماکولوژیک نشان داد که هربا سیستانچ می تواند رادیکال های آزاد را از بین ببرد (Xiong et al., 1996)، ایجاد آرام بخش (Lu، 1998)، ضد پیری (Lee et al., 1990)، اثرات ضد دردی و ضد التهابی (Lin et al., 2002) کند. و عملکرد سیستم ایمنی را تقویت می کند (Wu et al., 2005). ماده اصلی فعال گیاه هربا سیستانچ گلیکوزیدهای فنیل اتانوئیدی است (Ouyang et al., 2003) که دارای خواص ضد باکتریایی، ضد استرس و آنتی اکسیدانی هستند (Xiong et al., 1998) و همچنین اثرات ضد آپوپتوز روی کشت داده شده است. نورون ها (تیان و پو، 2005). در مطالعه حاضر، به منظور بررسی اساس فارماکولوژیک اثر تقویت کننده یانگ هربا سیستانچ، اثرات تیمار هربا سیستانچ بر ظرفیت تولید ATP در میتوکندری های جدا شده از قلب موش صحرایی در شرایط in vivo و کاردیومیوسیت های H9c2 کشت شده در محل مورد بررسی قرار گرفت. برای کشف مکانیسم بیوشیمیایی زیربنای عملکرد افزایش تولید ATP، اثرات درمان هربا سیستانچ بر انتقال الکترون میتوکندری و فعالیت های پیچیده I-IV نیز در قلب موش مورد بررسی قرار گرفت.

عصاره سیستانچ دسرتیکولا

مواد و روش ها

مواد شیمیایی، کشت سلولی و مواد گیاهی ATP، ADP، و 3-[4،{2}}دی متیل تیوزول-2-yl]-2،5-دی فنیل- تترازولیوم بروماید ( MTT) از Sigma Chemical Co. (سنت لوئیس، MO، ایالات متحده آمریکا) خریداری شد. محلول لوسیفراز (ATPlite) از PerkinElmer (بوستون، MA، ایالات متحده آمریکا) به دست آمد. محیط Eagle اصلاح شده Dulbecco (DMEM) و سرم جنین گاوی (FBS) از GIBCO BRL Life Technologies (Grand Island, NY, USA) خریداری شد. خط سلولی H9c2 از ATTC (Rockville، MD، ایالات متحده آمریکا) خریداری شد. هربا سیستانچ توسط یک فروشنده گیاهی محلی (لی هونگ کی) عرضه شد. این گیاه توسط تامین کننده تایید شد و یک نمونه کوپن (HKUSTY00301) در بخش بیوشیمی دانشگاه علم و فناوری هنگ کنگ (HKUST) سپرده شد.

عصاره گیری گیاهی

هربا سیستانچ (100 گرم) به قطعات کوچک بریده شد و سپس با حرارت دادن تحت رفلاکس در 300 میلی لیتر متانول استخراج شد.

در دمای 65 درجه سانتیگراد به مدت 2 ساعت. این روش دو بار تکرار شد. عصاره مخلوط شده با تبخیر حلال تحت فشار کاهش یافته خشک شد و عصاره متانولی گیاه هربا سیستانچ با عملکرد 39 درصد (وزنی/وزنی) به دست آمد. تجزیه و تحلیل شیمیایی نشان داد که عصاره متانولی گیاه هربا سیستانچ حاوی کل ساپونین، فلاونوئید کل، لیگنان کل و پلی ساکارید در غلظت های 1.62 درصد (وزنی)، 0 است.08 درصد، 0.15. درصد و 75.6 درصد به ترتیب.

مراقبت از حیوانات

موش های صحرایی نر بالغ نژاد Sprague-Dawley (8 تا 10 هفته؛ 250 تا 300 گرم) تحت یک چرخه تاریکی/روشنایی 12- ساعت در اتاقی با هوا/رطوبت کنترل شده در دمای حدود 22 درجه سانتیگراد نگهداری شدند و به طور آزاد به غذا و آب اجازه دادند. در مراکز نگهداری از حیوانات

در HKUST. پروتکل‌های آزمایشی توسط کمیته تمرین تحقیقاتی در HKUST تأیید شد.

درمان دارویی

حیوانات به طور تصادفی به گروه هایی تقسیم شدند که در هر گروه 5 تا 6 حیوان قرار داشتند. در گروه‌های درمان، موش‌ها با عصاره متانولی گیاه هربا سیستانش (محلول/ معلق در آب) در دوزهای روزانه افزایش یافته ({0}}.031-0.5 گرم بر کیلوگرم) به مدت 3 روز به صورت داخل معده تجویز شدند. حیوانات کنترل فقط آب دریافت کردند. بیست و چهار ساعت پس از آخرین دوز، قلب از حیوانات بیهوش شده با فنوباربیتال گرفته شد و تحت آنالیز بیوشیمیایی قرار گرفت.

تهیه فراکسیون های میتوکندری و اندازه گیری ظرفیت تولید ATP (ATP-GC) ex vivo

نمونه‌های بافت بطن چپ قلب برداشته شدند و با بافر ایزوتونیک سرد یخی (0.32 مولار ساکارز، 1 میلی‌مولار EDTA، 50 میلی‌مولار Tris/HCl، pH 7.4) شستشو شدند. فراکسیون های میتوکندری قلب با سانتریفیوژ افتراقی در بافر ایزوتونیک در دمای 4 درجه سانتیگراد تهیه شدند. یک هموژنه قلبی 10 درصد (w/v) با همگن کردن بافت بطنی خرد شده با هموژنایزر شیشه تفلون در 4000 دور در دقیقه برای 20 تا 30 ضربه کامل تهیه شد. هموژنه در 600 گرم به مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شد تا هسته ها و بقایای سلولی حذف شوند. سپس مایع رویی در 8000 گرم به مدت 30 دقیقه سانتریفیوژ شد تا میتوکندری ته نشین شود (Evan, 1992). گلوله ها مجدداً در 1 میلی لیتر از بافر ایزوتونیک معلق شدند و فراکسیون های میتوکندری را بازسازی کردند. ATP-GC میتوکندری حیوانات درمان نشده با روش Leung و همکاران اندازه گیری شد. (2005).

اندازه گیری انتقال الکترون میتوکندریایی

اندازه‌گیری انتقال الکترون در میتوکندری‌های جدا شده، که مبتنی بر کاهش MTT است، همانطور که توسط کوهن و همکاران توصیف شد، انجام شد. (1997). میتوکندری با غلظت پروتئین 1 میلی‌گرم بر میلی‌لیتر با بافر انکوباسیون (25{15}} میلی‌مولار ساکارز، 5{17}} میلی‌مولار HEPES، 10 میلی‌مولار KH2PO4، 2 میلی‌مولار MgCl2، 1 میلی‌مولار EGTA، pH 7.4) تهیه شد. . مقدار کمی (40 میکرولیتر) از میتوکندری ها با 100 میکرولیتر پیرووات 15 میلی مولار یا سوکسینات 0.5 میلی مولار و 0.42 میلی گرم در میلی لیتر MTT مخلوط شد. مخلوط واکنش در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 10 دقیقه با تکان دادن ملایم انکوبه شد. پس از انکوباسیون، مخلوط واکنش با افزودن 100 میکرولیتر بافر لیز (10 درصد، w/v، سدیم دودسیل سولفات، و 45 درصد دی متیل فرمامید، تنظیم شده با pH 4.7 با اسید استیک یخبندان) خاتمه یافت. پس از ایستادن به مدت 5 دقیقه، قرائت جذب مخلوط واکنش با دستگاه صفحه خوان میکروتیتر (Bio-Rad, Hercules, CA, USA) گرفته شد و به عنوان اختلاف بین 570 نانومتر و 630 نانومتر گزارش شد. داده ها به عنوان درصدی از مقدار میانگین گروه کنترل (به عنوان مثال، هربا سیستانچ- درمان نشده) بیان شد.

کشت سلولی

سلول های H9c2، یک رده سلولی دائمی مشتق شده از مایبلاست های قلبی (Hescheler et al., 1991)، به عنوان تک لایه در DMEM تکمیل شده با 10 درصد (v/v) FBS کشت داده شدند. محیط حاوی گلوکز (4.5 گرم در لیتر) و گلوتامین (4.5 میلی مولار)، مکمل NaHCO3 (17 میلی مولار)، پنی سیلین (100 IU/mL) و استرپتومایسین (100 میکروگرم در میلی لیتر) بود. تمام سلول ها در اتمسفر 5 درصد (v/v) CO2 در هوا در دمای 37 درجه سانتیگراد رشد کردند. هر 2 یا 3 روز یک بار محیط با محیط تازه جایگزین می شد. مجموعه ای از سلول ها در یک فلاسک کشت 75 سانتی متر مربع رشد داده شد و قبل از تلاقی با نسبت زیر کشت 1:10 تقسیم شد. برای سنجش ATP-GC، سلول‌های H9c2 با تراکم 2.{26}} سلول/چاه در یک صفحه چاهک کاشته شدند. پس از اتصال سلولی، عصاره هربا سیستانچ (محلول در سالین بافر فسفات؛ PBS) در محیط استفاده شد و سلول ها برای دوره های افزایشی (2 تا 16 ساعت) زمان انکوبه شدند. سلول های کنترل (درمان نشده) فقط PBS داده شد.

اندازه گیری ATP-GC در محل

پس از دوره‌های انکوباسیون مشخص شده با عصاره گیاه سیستانچ در غلظت‌های افزایش یافته (5{{10}}-300 میکروگرم در میلی‌لیتر)، سنجش ATP-GC انجام شد. محیط آسپیره شد و سلول ها با دیژیتونین (50 میکروگرم بر میلی لیتر) در بافر انکوباسیون (120 میلی مولار KCl، 5 میلی مولار KH2PO4، 2 میلی مولار EGTA، 10 میلی مولار HEPES، 0.1 میلی مولار MgCl2، 0.5 درصد BSA، pH 7.4) تیمار شدند. دقیقه در 37◦C. پس از آسپیراسیون دیژیتونین، گلوتامات (5 میلی‌مولار)، مالات (5 میلی‌مولار)، و ADP (60 میکرومولار) برای تولید ATP میتوکندریایی به سلول‌ها اضافه شدند، که در بازه‌های زمانی افزایشی از 0 تا 15 دقیقه کنترل می‌شد. واکنش با افزودن 60 میکرولیتر اسید پرکلریک (30 درصد، وزنی بر حجم) خاتمه یافت و سپس مخلوط های واکنش در 600 گرم به مدت 10 دقیقه در دمای 4 درجه سانتی گراد سانتریفیوژ شدند. مقدار کمی (120 میکرولیتر) از مایع رویی با 90 میکرولیتر KHCO3 1.4 مولار برای خنثی سازی مخلوط شد. مخلوط ها دوباره در 600 گرم در دمای 4 درجه سانتیگراد سانتریفیوژ شدند و مواد رویی برای محتوای ATP همانطور که قبلا توضیح داده شد اندازه گیری شدند. ATP-GC سلول‌های تیمار نشده با محاسبه مساحت زیر منحنی نمودار (AUC1) و رسم ATP تولید شده (nmol/mg پروتئین) در برابر زمان (0-15 دقیقه) و در واحدهای دلخواه برآورد شد. برای سلول های تیمار شده با Herba Cistanche، مقادیر AUC1 افزایش زمان انکوباسیون (3، 5، 7، 10، و 15 دقیقه) به مقدار میانگین کنترل مربوطه از نمونه های تیمار نشده نرمال شد و به عنوان درصد کنترل بیان شد. سپس، سطح زیر منحنی (AUC2) نمودار نمودار مقادیر کنترل درصد در برابر زمان انکوباسیون (3-15 دقیقه) محاسبه شد و در واحدهای دلخواه بیان شد. داده های گروه های تیمار شده با هربا سیستانچ به عنوان درصد کنترل از معادله بیان شد:

[AUC2 (HerbaCistanche - درمان شده)/AUC2 (درمان نشده)] × 100 درصد.

اندازه گیری فعالیت های پیچیده I-IV و سیترات سنتاز

فعالیت‌های زنجیره انتقال الکترون میتوکندری (ETC) مجتمع I- III با روش‌های اسپکتروفتومتری با استفاده از بسترهای پیچیده (NADH برای کمپلکس I، سوکسینات برای کمپلکس II، و دسیلوبیکینول برای کمپلکس III) اندازه‌گیری شد (Grad & Lemire, 2004؛ Hsu et. همکاران، 2005؛ مارک و همکاران، 2001). فعالیت کمپلکس IV با استفاده از کیت سنجش سیتوکروم سی اکسیداز از سیگما اندازه گیری شد. فعالیت سیترات سنتاز میتوکندری با روش Srere (1969) اندازه گیری شد.

سنجش پروتئین

غلظت پروتئین فراکسیون‌های میتوکندری و لیزات سلولی با استفاده از کیت سنجش پروتئین BioRad با استفاده از آلبومین سرم گاوی به‌عنوان استاندارد (0.600-0.600/0.038-{0}}) تعیین شد.

تحلیل آماری

تمام داده ها به عنوان میانگین خطای استاندارد میانگین (SEM) بیان شد. آنها با استفاده از آنالیز واریانس یک طرفه (ANOVA) مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند. مقایسات چندگانه Post hoc با LSD انجام شد. مقادیر P<0.05 were="" regarded="" as="" statistically="">

نتایج

اثرات درمان هربا سیستانچ بر ATP-GC میتوکندری میوکارد در موش صحرایی

همانطور که در شکل 1 نشان داده شده است، درمان با عصاره هربا سیستانچ در دوزهای تا 0.5 گرم بر کیلوگرم، ATP-GC میتوکندری میوکارد را به صورت وابسته به دوز در موش‌ها افزایش داد، با درجه تحریک 89 درصد. در دوز 0.5 گرم بر کیلوگرم.

اثرات درمان هربا سیستانچ بر انتقال الکترون میتوکندری در قلب موش صحرایی

میزان انتقال الکترون در میتوکندری های جدا شده با نظارت بر کاهش MTT اندازه گیری شد. بستر مورد استفاده برای سنجش یا پیروات یا سوکسینات بود. همانطور که در شکل 2a نشان داده شده است، درمان با هربا سیستانچ به طور وابسته به دوز، میزان انتقال الکترون میتوکندری را که توسط پیروات در قلب موش صحرایی پشتیبانی می شود، افزایش داد، با تحریک بهینه قابل مشاهده در دوزهای 0.5 گرم بر کیلوگرم. با این حال، هیچ تغییر قابل توجهی در میزان انتقال الکترون میتوکندری که توسط سوکسینات پشتیبانی می‌شود، در قلب موش‌های تیمار شده با Herba Cistanche مشاهده نشد (شکل 2b).

اثرات درمان هربا سیستانچ بر فعالیت های مجتمع تنفسی میتوکندری در قلب موش صحرایی

همانطور که در شکل 3 نشان داده شده است، تیمار هربا سیستانچ در دوز بهینه 5/5 گرم بر کیلوگرم به طور قابل توجهی فعالیت های کمپلکس I (34 درصد) و کمپلکس III (22 درصد) را در قلب موش افزایش داد. فعالیت سیترات سنتاز، آنزیم کلیدی برای چرخه اسید تری کربوکسیلیک، تحت تأثیر تیمار Herba Cistanche قرار نگرفت (شکل 3). تجزیه و تحلیل وسترن بلات نشان داد که سطوح پروتئین کمپلکس I و III تحت تأثیر تیمار Herba Cistanche قرار نگرفت (داده‌ها نشان داده نشده است).

دوره زمانی تغییرات ناشی از Herba Cistanche در ATP-GC میتوکندری در سلول های H9c2

تغییرات در ATP-GC در سلول های تیمار شده با Herba Cistanche (50 و 150 میکروگرم بر میلی لیتر) پس از 2 تا 16 ساعت انکوباسیون مورد بررسی قرار گرفت. همانطور که در شکل 4 نشان داده شده است، تیمار هربا سیستانچ ATP-GC را به صورت وابسته به زمان و دو فازی در سلول های H9c2 افزایش داد، با حداکثر تحریک (به ترتیب 44 و 89 درصد) پس از 8 ساعت انکوباسیون برای هر دو غلظت دارو قابل مشاهده بود. سپس زمانی که زمان انکوباسیون به 16 ساعت افزایش یافت، ATP-GC به مقادیر کنترل درمان نشده بازگشت. شروع اولیه تحریک زمانی رخ داد که سلول‌ها با غلظت بالاتر (150 میکروگرم بر میلی‌لیتر) عصاره گیاه هربا سیستانش تیمار شدند.

تمرکز-وابستگی هربا

افزایش ATP-GC ناشی از سیستانچ در سلول های H9c2

سلول‌های H9c2 با افزایش غلظت (50 تا 300 میکروگرم در میلی‌لیتر) عصاره هربا سیستانچ به مدت 4 ساعت تیمار شدند. شکل 5 نشان می دهد که تیمار هربا سیستانچ ATP-GC را به روشی وابسته به غلظت، با حداکثر تحریک (82 درصد) در غلظت 300 میکروگرم بر میلی لیتر افزایش داد.

افزایش عصاره سیستانچ در تولید ATP

بحث

تنظیم مثبت فعالیت های سلولی برای تقویت عملکرد بدن مانند انقباض عضلانی و پاسخ های ایمنی توسط تقویت یانگ، افزایش مصرف ATP را ضروری می کند، که به نوبه خود توسط فسفوریلاسیون اکسیداتیو میتوکندری پشتیبانی می شود. در مطالعه حاضر، مشخص شد که درمان Herba Cistanche به طور وابسته به دوز ظرفیت تولید ATP میتوکندریایی را در شرایط in vivo در قلب موش افزایش می‌دهد. این مشاهدات با یافته‌های قبلی ما مطابقت دارد که در میان گیاهان تقویت‌کننده چینی تقویت‌کننده یانگ، تیمار Herba Cistanche میزان نسبتاً بیشتری از تحریک تولید ATP میتوکندریایی در قلب موش ایجاد کرد (کو و همکاران، 2006). افزایش تولید ATP میتوکندری با افزایش انتقال الکترون میتوکندری توسط پیرووات اما نه سوکسینات، به موازات کاهش MTT ارزیابی شد. نتایج به‌دست‌آمده از اندازه‌گیری جنبشی کمپلکس I-IV میتوکندریایی نشان داد که فعالیت‌های هر دو مجتمع I و III در قلب‌های تیمار شده با Herba Cistanche افزایش یافته است، با وسعت تحریک در فعالیت کمپلکس I بزرگتر از کمپلکس III. از آنجایی که فعالیت سیترات سنتاز، آنزیم کلیدی چرخه اسید تری کربوکسیلیک، تحت تاثیر قرار نگرفت، افزایش ظرفیت تولید ATP میتوکندری توسط تیمار Herba Cistanche ممکن است عمدتاً به تحریک فعالیت‌های پیچیده I و/یا III نسبت داده شود. بیشتر نیازهای ATP قلب توسط میتوکندری ها برآورده می شود که تقریباً به طور کامل به اکسیداسیون اسید چرب و گلوکز مرتبط با پیچیده I (NADH) وابسته است (Stanley et al., 1997; Taegtmeyer, 1998). کمپلکس I که فعالیت کمتری نسبت به سایر کمپلکس های تنفسی از خود نشان می دهد، عامل مهمی در تنظیم فسفوریلاسیون اکسیداتیو در نظر گرفته می شود. بنابراین، تحریک یا مهار فعالیت پیچیده I می تواند تأثیر زیادی بر انرژی قلب داشته باشد. اگرچه آنالیز وسترن بلات هیچ تغییری در سطح پروتئین این دو کمپلکس نشان نداد (داده‌ها نشان داده نشده است)، افزایش فعالیت آنزیم ممکن است ناشی از تغییرات در وضعیت پروتئین تیول و/یا محیط لیپیدی باشد (Davey et al., 1998; Paradies. و همکاران، 2004).

عصاره گیاه سیستانچمی تواند اثر افزایش دهنده تولید ATP را در سلول های H9c2 کشت در محل ایجاد کند. شروع نسبتاً زودهنگام عمل تحریکی تولید شده توسط درمان هربا سیستانچ، به ویژه در دوز بالا، با مشاهدات حاصل از مطالعات ex vivo مطابقت دارد که نشان می دهد سنتز پروتئین های کمپلکس I و III در افزایش تولید ATP بعید است. عمل. نشان دادن افزایش ناشی از Herba Cistanche در تولید ATP در شرایط درجا، از این ایده پشتیبانی می‌کند که افزایش ظرفیت تولید ATP میتوکندری، همانطور که توسط اندازه‌گیری خارج از بدن ارزیابی می‌شود، ممکن است صرفاً منعکس‌کننده یک اثر موازی باشد که توسط درمان دارویی در شرایط in vivo ایجاد می‌شود. اندازه گیری تولید ATP در میتوکندری های جدا شده و سلول های کشت شده با استفاده از مالات و گلوتامات به عنوان سوبسترا، اندازه گیری غیرمستقیم تنفس میتوکندریایی حالت 3 است (چن و همکاران، 2003). همانطور که قبلاً در آزمایشگاه ما گزارش شده بود، با استفاده از همان روش بیولومینسانس ATP، میزان تولید ATP میتوکندری در بافت‌های مختلف موش‌های صحرایی درمان‌نشده (Leung et al., 2005)، با داده‌های اخیراً منتشر شده مطابقت خوبی داشت (Drew & Leeuwenburgh, 2003). ). ظرفیت تولید ATP با ادغام دو مرحله‌ای از تغییرات وابسته به زمان در سطح ATP در هر دو روش ex vivo و in situ برآورد شد. بنابراین، اثر تحریکی ناشی از دارو به منظور مقایسه بزرگ‌نمایی شد. افزایش ظرفیت تولید ATP توسط درمان Herba Cistanche در میتوکندری قلب موش صحرایی در شرایط in vivo با تحریک تولید ATP در سلول‌های H9c2 در محل مشابه بود. با توجه به وجود فعالیت افزایش دهنده تولید ATP در گیاهان تقویت کننده چینی تقویت کننده یانگ، از جمله Herba Cistanche، در قلب موش ex vivo (کو و همکاران، 2006)، نتایج نشان می دهد که اندازه گیری ظرفیت تولید ATP در سلول های H9c2 در situ ممکن است به عنوان یک آزمایش فارماکولوژیک برای گیاهان تقویت کننده چینی تقویت کننده یانگ یا فرمول گیاهی استفاده شود.

در نتیجه، درمان با عصاره هربا سیستانچ می‌تواند ظرفیت تولید ATP میتوکندریایی را در قلب موش صحرایی در شرایط in vivo و در سلول‌های H9c2 در محل افزایش دهد. این یافته ها از فرضیه ما حمایت می کند که اساس دارویی تقویت یانگ شامل افزایش عملکردهای بدن از طریق تحریک تولید ATP میتوکندری است.

عصاره هربا سیستانچ ظرفیت تولید ATP میتوکندریایی را افزایش می دهد

منابع

چن پی (1998): گیاهان مقوی. سری پیشرفته TCM. پکن، چین، انتشارات علمی، صفحات 233-320.

Chen Q, Vazquez EJ, Moghaddas S, Hoppel CL, Lesnefsky EJ (2003): تولید گونه های اکسیژن فعال توسط میتوکندری: نقش مرکزی کمپلکس III. J Biol Chem 278: 36027-36031.

کوهن جی، فاروکی آر، کسلر N (1997): بیماری پارکینسون: پیوند جدید بین مونوآمین اکسیداز و جریان الکترون میتوکندری. Proc Natl Acad Sci USA 94: 4890-4894.

Davey GP، Peuchen S، Clark JB (1998): آستانه انرژی در میتوکندری مغز. دخالت بالقوه در تخریب عصبی J Biol Chem 273: 12753-12757.

Drew B، Leeuwenburgh C (2003): روشی برای اندازه گیری تولید ATP در میتوکندری های جدا شده: تولید ATP در میتوکندری مغز و کبد موش های فیشر{1}} با سن و محدودیت کالری. Am J Physiol Regul Integr Comp Phys- iol 285: R1259–R1267.

Evan WH (1992): جداسازی و خصوصیات غشاها و اندامک های سلولی. در: Rickwood D, ed. سانتریفیوژ آماده سازی: یک رویکرد عملی. نیویورک، انتشارات دانشگاه آکسفورد، صفحات 223-270.

Grad LI، Lemire BD (2004): جهش های کمپلکس I میتوکندری در Caenorhabditis elegans باعث کمبود سیتوکروم c اکسیداز، استرس اکسیداتیو و اسیدوز لاکتیک پاسخگو به ویتامین می شود. ژنتیک مول انسانی 13: 303-314.

Hescheler J، Meyer R، Plant S، Krautwurst D، Rosenthal W، Schultz G (1991): خصوصیات مورفولوژیکی، بیوشیمیایی، و الکتروفیزیولوژیکی یک خط سلول کلونال (H9c2) از قلب موش صحرایی. Circ Res 69: 1476-1486.

Hsu M، Srinivas B، Kumar J، Subramanian R، Andersen J (2005): کاهش گلوتاتیون که منجر به مهار انتخابی کمپلکس میتوکندری I در سلول های دوپامینرژیک می شود، از طریق یک مسیر با واسطه NO است که شامل پراکسی نیتریت نمی شود: پیامدهای بیماری پارکینسون. J Neurochem 92: 1091-1103.

Ko KM، Leon TYY، Mak DHF، Chiu PY، Du Y، Poon MKT (2006): یک عملکرد دارویی مشخصه گیاهان تقویت کننده چینی 'یانگ- نیروبخش': افزایش ظرفیت تولید ATP میوکارد. فیتومدیسین 13: 636-642.

Ko KM، Mak DH، Chiu PY، Poon MKT (2004): اساس فارماکولوژیک "تقویت یانگ" در طب چینی. Trends Pharmacol Sci 25: 3-6.

Lee CJ، Chuan S، Lee SL (1990): مطالعه بر روی اثر ضد پیری Cistanche deserticola Ma. شانگهای جی تراد چین مد 11: 22-23.

Lei L، Song ZH، Tu PF، Li YZ، Wu LJ، Chen FK (2001): تنظیم متابولیک گلیکوزیدهای فنیل اتانوئید از هربا cistanches در دستگاه گوارش سگ ها. Yao Xue Xue Bao 36: 432–435

Leung HY، Chiu PY، Poon MKT، Ko KM (2005): یک فرمول گیاهی چینی تقویت کننده یانگ، توانایی عملکردی میتوکندری و ظرفیت آنتی اکسیدانی را در بافت های مختلف موش های صحرایی نر و ماده افزایش می دهد. Rejuven Res 8: 238-247.

Lin LW، Hsieh MT، Tsai FH، Wang WH، Wu CR (2002): فعالیت ضد دردی و ضد التهابی ناشی از Cistanche deserticola در جوندگان. J Ethnopharmacol 83: 177-182.

Lu MC (1998): مطالعاتی بر روی اثر آرام بخش Cistanche deserticola. J Ethnopharmacol 59: 161-165.

Mark A, Birch M, Douglass MT (2001): سنجش فعالیت مجتمع تنفسی میتوکندری در میتوکندری های جدا شده از سلول ها و بافت های انسانی. Meth Cell Biol 65: 97-117.

Ouyang J, Wang X, Zhao B, Yuan X, Wang Y (2003): اثرات عناصر خاکی کمیاب بر رشد سلولهای Cistanche deserticola و تولید گلیکوزیدهای فنیل اتانوئید. J Biotech 102: 129-134.

Paradies G، Petrosillo G، Pistolese M، Di Venosa N، Federici A، Ruggiero FM (2004): کاهش فعالیت کمپلکس میتوکندری I در قلب موش ایسکمیک / خونرسانی مجدد: درگیری گونه های اکسیژن فعال و کاردیولیپین. Circ Res 94: 53-59.

Srere PA (1969): سیترات سنتاز. چرخه اسید سیتریک مت آنزیمول 13: 3-11.

Stanley WC، Lopaschuk GD، Hall JL، McCormack JG (1997): تنظیم متابولیسم کربوهیدرات میوکارد در شرایط طبیعی و ایسکمیک. پتانسیل برای مداخلات دارویی. Cardiovasc Res 33: 243-257.

Taegtmeyer H (1998): متابولیسم سوبسترای انرژی به عنوان هدفی برای درمان دارویی در عضله قلب ایسکمیک و خونرسانی مجدد. متابولیسم قلب 1: 5-9.

Tian XF، Pu XP (2005): گلیکوزیدهای فنیل اتانوئید از Cistanches salsa آپوپتوز ناشی از یون فنیل پیریدینیوم 1-متیل-4- را در نورون ها مهار می کنند. J Ethnopharmacol 97: 59-63.

Wu XM, Gao XM, Tsim KW, Tu PF (2005): یک آرابینوگالاکتان جدا شده از ساقه Cistanche deserticola باعث تکثیر لنفوسیت های کشت شده می شود. Int J Biol Macromol 37: 278-282.

Xiong Q، Hase K، Tezuka Y، Tani T، Namba T، Kadota S (1998): فعالیت محافظتی کبدی فنیل اتانوئیدها از Cistanche deserticola. Planta Med 64: 120-125.

Xiong Q، Kadota S، Tani T، Namba T (1996): اثرات آنتی اکسیدانی فنیل اتانوئیدها از Cistanche deserticola. Biol Pharm Bull 19: 1580-1585.