چگونه ترکیبات فعال سیستانچ توبولوزا در بیماری آلزایمر نقش دارند؟

JIANHUA YANG1*، BOWEI JU1,2*، YAO YAN1، HUANHUAN XU1، SHANSHAN WU1، DANDAN ZHU1، DANDAN CAO1 و JUNPING HU2

خلاصه.مطالعه حاضر با هدف بررسی اثرات محافظت کننده عصبیگلیکوزیدهای فنیل اتانوئیدی(PhGs) روی H2O2- و پپتید آمیلوئید (A)1-42- باعث آسیب سلول‌های PC12 به عنوان یک مدل آزمایشگاهیبیماری آلزایمر (آگهی). شرایط القایی بهینه از طریق غربالگری زمان‌ها و غلظت‌های مختلف انکوباسیون ایجاد شد. سلول‌های PC12 با 0.5 میکرومولار A 1-42 و H2O2 در حضور PhGs به مدت 24 ساعت تحت تیمار قرار گرفتند و سپس زنده‌مانی سلول‌ها با روش MTT ارزیابی شد. میزان آزادسازی لاکتات دهیدروژناز (LDH) و مالون دی‌آلدئید (MDA) نیز اندازه‌گیری شد. شرایط بهینه برای ایجادآگهیمدل تیمار سلول های PC12 با 0.5 میکرومولار A 1-42 به مدت 48 ساعت، یا با 25 میکرومولار H2O2 محلول در DMEM با PBS بود. PhGs در غلظت‌های 5، 25 و 50 میکروگرم بر میلی‌لیتر باعث افزایش زنده‌مانی و کاهش انتشار LDH و MDA توسط سلول‌های PC12 آسیب‌دیده با A 1-42 یا H2O2 شد. در نتیجه، مدل آسیب سلولی PC12 ناشی از A 1-42- و H2O{17}}با موفقیت ایجاد شد. نشان داده شد که PhGها یک اثر محافظت کننده عصبی قابل توجهی در برابر آسیب سلولی ناشی از 1-42- یا H2O{21}} دارند.

مخاطب:joanna.jia@wecistanche.com/ واتساپ: 008618081934791

Cistanche tubulosa اثرات زیادی دارد، برای اطلاعات بیشتر اینجا را کلیک کنید

مقدمه

بیماری آلزایمر (آگهییک اختلال نورودژنراتیو با ویژگی های بالینی از دست دادن پیشرونده حافظه و اختلال عملکرد شناختی (1)، شایع ترین علت زوال عقل در سراسر جهان است (2). هزینه های مالی به دلیل شیوع AD بسیار زیاد است (3). از این رو، توسعه ابزارهای مناسب برای مدیریت و پیشگیری ضروری استآگهی.

پاتوژنزآگهیارتباط نزدیکی با تجمع گره های نوروفیبریلاری و پلاک های پیری (SPs) در مناطق آسیب دیده مغز دارد (4،5). پپتید آمیلوئید (A)، جزء اصلی SPs، گزارش شده است که نقش مسببی در پیشرفت بیماری دارد.آگهیبه عنوان اثر سمی بر سلول های عصبی (6). قطعاتی از جمله A 1-40، A 25-35 و A 1-42 از طریق تقسیم پروتئین پیش ساز آمیلوئید تولید شده اند (7). سمیت عصبی A 1-42 به طور قابل توجهی بالاتر از A 25-35 و A 1-40 است، و A 1-42 قادر به القایآگهیمدل (1,8-10). استرس اکسیداتیو ممکن است در پاتوژنز دخیل باشدآگهیو مکانیسم اصلی زیربنایی سمیت عصبی ناشی از A است (11-13). چندین مطالعه نشان داد که A 1-42 باعث تجمع درون سلولی گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) می‌شود که منجر به اکسیداسیون لیپید و پروتئین، آسیب DNA و فعال‌سازی سیگنال‌دهی نقطه بازرسی چرخه سلولی می‌شود (1،14،15). مقادیر بیش از حد H2O2 ممکن است منجر به آسیب اکسیداتیو و القای آپوپتوز سلول های PC12 شود (16). بنابراین، هدف قرار دادن استرس اکسیداتیو ممکن است یک رویکرد امیدوارکننده برای توسعه استراتژی‌های درمانی برای مهار سمیت عصبی ناشی از A در AD باشد.

هربا (H.)سیستانچیک داروی گیاهی چینی است که معمولاً در سرزمین اصلی چین برای تغذیه کلیه ها و دوباره سازی جوهر و خون استفاده می شود، برای درمان از دست دادن حافظه و یبوست پیری استفاده شده است (17). فنیل اتانوئید گلیکوزید (PhG)، یکی از اجزای اصلی در H.سیستانچ، اختلال آپوپتوز عصبی ناشی از A 25-35 را از طریق اثرات آنتی اکسیدانی آن بهبود می بخشد (18،19). یک مطالعه قبلی پنج جزء اصلی را از کل PhGها شناسایی کرداکتئوزید2'-استیلاکتئوزید،اکیناکوزیدسیستانوزیدها و ایزواکتئوزیدها (20). از جمله این اجزاءاکتئوزیدواکیناکوزیدگزارش شده است که اثرات محافظتی عصبی بر سمیت عصبی ناشی از 25-35- یا H2O2- (21-23) دارد. به عنوان مثال، وو و همکاران (24) پیشنهاد کردند که اکتئوزید واکیناکوزید

کلید واژه ها:فنیل اتانوئیدگلیکوزیدهاسلول‌های PC12، H2O2، پپتید آمیلوئید{4}}، محافظت عصبی، سیستانچ

مواد و روش ها

تهیه PhGs. کل PhGs از H استخراج شد.سیستانچهمانطور که قبلا توضیح داده شد (25). ساقه خشک شده با هوا H.سیستانچپودر شده و با نفوذ 80 درصد EtOH استخراج شد. تراوش تحت فشار کاهش یافته تبخیر شد و سپس مجدداً در مقدار مناسب H2O2 (1{{2{23}}}}0 میکرومول در لیتر) تعلیق شد. مخلوط بر روی یک ستون رزین ماکرو متخلخل SP{5}} (میتسوبیشی شیمیایی، توکیو، ژاپن) جدا شد و با 0، 30، 50، 70 و 90 درصد EtOH در آب شسته شد. برای به دست آوردن کسر غنی از PhG، 30-50 درصد مواد شوینده EtOH غلیظ و تحت فشار کاهش یافته خشک شدند. اسپکتروفتومتری فرابنفش (UV) برای تعیین کل PhGs انجام شد. محتوای اکیناکوزید و آکتئوزید با کروماتوگرافی مایع با فشار بالا طبق پروتکل قبلی تعیین شد (26). یک ستون Hypersil ODS{15} (4.6x250 میلی‌متر، 5 میکرومتر؛ Dalian Elite Analytical Instruments, Co., Ltd., Dalian, China) استفاده شد و در دمای اتاق نگهداری شد. فازهای متحرک متیل سیانیدها و آب حاوی 0.4 درصد اسید فسفریک (V/V؛ Sigma-Aldrich؛ Merck KGaA, Darmstadt, Germany) بودند. سرعت جریان 0.75 میلی لیتر در دقیقه و طول موج روی 333 نانومتر تنظیم شد.

کشت سلولی و درمان دارویی رده سلولی فئوکروموسیتوم موش PC12 توسط دکتر He Chunhui، دانشکده پزشکی دانشگاه پزشکی سین کیانگ (اورومچی، چین) ارائه شد. سلول‌ها در محیط Eagle اصلاح‌شده Dulbecco با گلوکز بالا (DMEM; Thermo Fisher Scientific, Inc., Waltham, MA, USA) حاوی 10 درصد سرم جنین گاو (Sangon Biotech Co. Ltd., Shanghai, China) کشت داده شدند. 100 U/ml پنی سیلین و 100 U/ml استرپتومایسین در انکوباتور در دمای 37 درجه سانتیگراد حاوی 5 درصد CO2 و 95 درصد هوا. پس از رسیدن به 80 درصد تلاقی، سلول ها با 25/0 درصد تریپسین تیمار و پاساژ شدند.

به منظور از بین بردن تداخل خود دارو بر رشد سلول های PC12، آزمایش سمیت انجام شد. به طور خلاصه، سلول‌های PC12 (3×104 سلول در میلی‌لیتر) در پلیت‌های چاهک با غلظت 100 میکرولیتر در چاهک کاشته شدند و در دمای 37 درجه سانتی‌گراد یک شبه انکوبه شدند. پس از دور ریختن مایع رویی، 200 میکرولیتر DMEM کامل به گروه خالی اضافه شد، در حالی که سلول‌های گروه مداخله با PhGs در دوزهای مختلف (5، 25، 50، 75، 100، 125، 150، 175 و 200 میکروگرم بر گرم) تیمار شدند. میلی لیتر). پس از انکوباسیون سلول ها در دمای 37 درجه سانتی گراد به مدت 48 ساعت، 20 میکرولیتر محلول MTT (Sigma-Aldrich; Merck KGaA) به هر چاهک اضافه شد. پس از انکوباسیون به مدت 4 ساعت، مایع رویی دور ریخته شد و 150 میکرولیتر دی متیل سولفوکسید به هر چاهک اضافه شد و سپس به مدت 10 دقیقه هم زدن انجام شد. مقادیر چگالی نوری (OD) در 490 نانومتر با استفاده از صفحه خوان ELISA شناسایی شد.

آسیب سلولی PC12 ناشی از 1 تا 42. یک پپتید 1-42 خریداری شده از Bioss Biotech (پکن، چین) در آب (100 میکروگرم بر میلی لیتر) حل شد. سپس مخلوط به مدت 4 روز در دمای 37 درجه سانتیگراد انکوبه شد و قبل از استفاده در دمای 4 درجه سانتیگراد نگهداری شد.

سلول‌های PC12 در 96-صفحه‌های چاهک (3xl04 سلول در 100 میکرولیتر در هر چاهک) کاشته شدند. پس از کشت به مدت 24 ساعت برای چسبندگی، 50 میکرولیتر A 1-42 در غلظت‌های مختلف نهایی (0، 0.25، 0.5، 1، 1.5 یا 2 µM) محلول در DMEM بدون سرم اضافه شد و به دنبال آن انکوباسیون به مدت 24، 48، 72 یا 96 ساعت. زنده ماندن سلولی با روش MTT ارزیابی شد. غلظت بهینه A 1-42 0.5 میکرومولار تعیین شد.

سلول‌های PC12 (3xl04 سلول در هر چاه) با دوزهای مختلف PhGs (0، 0.5، 5، 25 یا 50 میکروگرم در میلی‌لیتر) تیمار شدند. 0.5 میکرومولار A 1-42 به مدت 24 ساعت. زنده ماندن سلولی با روش MTT ارزیابی شد.

آسیب سلولی PC12 ناشی از H2O2. سلول‌های PC12 در 96-صفحه‌های چاهک (3xl{12}}4 سلول در 1{20}}0 میکرولیتر در هر چاهک) کاشته شدند. پس از کشت به مدت 24 ساعت برای چسبندگی، 100 میکرولیتر H2O2 در غلظت های مختلف نهایی (0، 25، 50، 100، 200، 300، 400 و 500 میکرومولار) محلول در DMEM با یا بدون PBS (0.01 mol/l) اضافه شد. پس از انکوباسیون به مدت 24 ساعت. زنده ماندن سلولی با روش MTT ارزیابی شد. غلظت و حلال بهینه H2O2 برای ایجاد مدل in vitro AD تعیین شد.

سلول های PC12 (3xl04 سلول در هر چاه) با دوزهای مختلف PhGs (0، 0.5، 5، 25 و 50 میکرومولار) تیمار شدند. پس از کشت به مدت 24 ساعت برای چسبندگی، سلول های PC12 با 100 میکرولیتر H2O2 محلول در DMEM با PBS در حضور PhGs به مدت 24 ساعت تیمار شدند. زنده ماندن سلول با روش MTT مورد بررسی قرار گرفت.

سنجش آزادسازی لاکتات دهیدروژناز (LDH). آسیب سلولی با اندازه‌گیری فعالیت LDH در مایع رویی سلول‌های PC12 با استفاده از کیت LDH مطابق پروتکل سازنده ارزیابی شد (گروه شماره 20150604؛ موسسه مهندسی زیستی نانجینگ Jiancheng، نانجینگ، چین). به طور خلاصه، H2O دو تقطیر شده، 0.2 میکرومول در میلی لیتر اسید پیروویک، بافر ماتریکس و بافر کوآنزیم I به ترتیب در 48 ساعت پس از درمان دارویی اضافه شدند. پس از انکوباسیون در دمای 37 درجه سانتی گراد به مدت 15 دقیقه، 2،4-دینیترو- فنیل هیدرازین اضافه شد. سپس 250 میکرولیتر از محلول NaOH 0.4 مولار به هر چاهک اضافه شد. مایع رویی پس از انکوباسیون به مدت 30 دقیقه در دمای اتاق جمع آوری شد. سپس جذب در 450 نانومتر با دستگاه میکروپلیت ریدر اندازه گیری شد.

اندازه گیری مالون دی آلدئید (MDA). MDA در مایع رویی سلول‌های PC12 با استفاده از کیت تجاری (شماره گربه 20150604؛ موسسه مهندسی زیستی نانجینگ جیانچنگ) مطابق پروتکل سازنده اندازه‌گیری شد. به طور خلاصه، الکل دهیدراته و سایر معرف‌ها به ترتیب اضافه شدند و سپس در حمام آب انکوباسیون شدند. در دمای 95 درجه سانتیگراد به مدت 40 دقیقه مخلوط پس از سرد شدن به مدت 10 دقیقه در 1006 xg و 25 درجه سانتیگراد سانتریفیوژ شد. سپس از مایع رویی برای تعیین محتوای MDA استفاده شد. سپس جذب با میکروپلیت خوان در طول موج 532 نانومتر اندازه گیری شد.

ارزیابی اثرات محافظتی اکیناکوزید و اکتئوزید در برابر AD در شرایط آزمایشگاهی. سلول‌های PC12 با تراکم 3xl{7}}4 سلول در چاهک در صفحات {3}چاهی (100 میکرولیتر در چاهک) کاشته شدند. سلول ها با داروهایی از جمله اکیناکوزید (گربه شماره 111670-200503؛ مؤسسه ملی کنترل غذا و دارو، پکن، چین) و استونید (گربه شماره 111530-200505؛ مؤسسه ملی کنترل غذا و دارو) انکوبه شدند. در غلظت های مختلف (0.5، 25 و 50 میکروگرم بر میلی لیتر). متعاقباً، سلول‌ها به مدت 24 ساعت با A 1-42 یا H2O2 تیمار شدند و زنده‌مانی سلول‌ها با روش MTT اندازه‌گیری شد.

تحلیل آماری. مقادیر به صورت میانگین ± انحراف استاندارد بیان می شوند. برای مقایسه بین گروهی از آزمون تی دانشجویی استفاده شد. تجزیه و تحلیل های آماری با استفاده از SPSS 18 انجام شد.{3}} (SPSS, Inc., Chicago, IL, USA). پ<0.05 was="" considered="" to="" indicate="" a="" statistically="" significant="">

نتایج

کمی سازی PhGs از H. Cistanches. طیف UV ازPhGsاستخراج شده و همچنین محلول های استاندارد ازاکیناکوزیدواکتئوزیدثبت شد، و نتایج نشان داد که طیف UV سازگار است (شکل 1). اسپکتروفتومتری UV

نشان داد که محتوای PhG 87.6 درصد بود. نتایج HPLC نشان داد که محتوای اکیناکوزید و اکتئوزید به ترتیب 7/37 و 8/17 درصد بود (شکل 2).

تعیین غلظت ایده آل PhG. در مقایسه با گروه خالی، PhG در غلظت های 75، 100، 125، 150، 175 و 200 میکروگرم بر میلی لیتر اثر مهاری قابل توجهی بر روی سلول های PC12 داشت (P<0.05), while="" phg="" at="" 5,="" 25="" and="" 50="" µg/ml="" showed="" low="" toxicity="" on="" pc12="" cells,="" and="" the="" cell="" viability="" was="">80 درصد (شکل 3). بنابراین، PhGs در غلظت‌های 5، 25 و 50 میکروگرم بر میلی‌لیتر برای تیمار سلول‌های PC12 در آزمایش‌های بعدی به دلیل تأثیر نداشتن بر زنده‌مانی سلول استفاده شد.

آسیب سلولی PC12 ناشی از 1 تا 42. در مقایسه با گروه کنترل، زنده ماندن سلولی در گروه آسیب 0.5 میکرومولار A 1-42 63 درصد بود (P<0.05). the="" cell="" viability="" was="" decreased="" by="" aβ1-42="" in="" a="" concentration-dependent="" manner,="" and="" the="" viability="" was=""><50% in="" the="" 1,="" 1.5,="" and="" 2="" µm="" aβ1-42="" injury="" groups="" (fig.="" 4).="" thus,="" treatment="" with="" 0.5="" µm="" aβ1-42="" for="" 48="" h="" was="" determined="" to="" be="" the="" optimal="" condition="" for="" establishing="" the="" in="" vitro="" ad="">

فعالیت سلولهای PC12 تیمار شده با 0.5 میکرومولار A 1-42 در حضور دوزهای مطمئن PhGs (5، 25 و 50 میکروگرم بر میلی لیتر) به مدت 24 ساعت نیز تعیین شد. در مقایسه با گروه مدل (P<0.01), phgs="" showed="" a="" significant="" neuroprotective="" effect="" on="" pc12="" cells.="" the="" cell="" viability="" was="" rescued="" by="" phgs="" in="" a="" dose-dependent="" manner="" (fig.="">

آسیب سلولی PC12 ناشی از H2O2. زنده ماندن سلولهای PC12 تیمار شده با 25 میکرومولار H2O2 محلول در DMEM با PBS 43/56 درصد بود. زنده ماندن سلول های PC12 تیمار شده با 200 میکرومولار H2O2 محلول در DMEM بدون PBS 71.64 درصد بود (جدول I). بنابراین، سلول های PC12 تیمار شده با 25 میکرومولار H2O2 محلول در DMEM با PBS به عنوان شرایط بهینه برای ایجاد مدل AD انتخاب شدند.

در مقایسه با گروه کنترل، زنده ماندن سلولی در گروه مدل 48.8 درصد بود (P<0.05). compared="" with="" the="" model="" group,="" phgs="" had="" a="" significant="" neuroprotective="" effect="" on="" pc12="" cells.="" the="" cell="" viability="" was="" dose-dependently="" increased="">

PhGs و بقای سلول‌های PC12 تیمار شده با PhGs در غلظت‌های 5، 25 و 50 میکروگرم بر میلی‌لیتر به ترتیب 54، 57 و 64 درصد بود (جدول II).

PhG ها آزادسازی LDH ناشی از آسیب توسط سلول های PC12 را مهار می کنند. در مقایسه با گروه کنترل، محتوای LDH مایع رویی سلول‌های PC12 آسیب‌دیده افزایش یافت که توسط PhGs به صورت وابسته به غلظت مهار شد. این نتیجه نشان داد که PhG ها یک اثر محافظت کننده عصبی قابل توجهی روی سلول های PC12 دارند (شکل 6).

جدول I. زنده ماندن سلولی (درصد) پس از تیمار H2O2.

جدول II. زنده ماندن سلول پس از تداخل دارویی

توسط PhGs به روشی وابسته به غلظت مهار می شود. این نتیجه نشان داد که PhG ها یک اثر محافظت کننده عصبی قابل توجهی روی سلول های PC12 دارند (شکل 7).

PhG و اجزای آن اکیناکوزید و اکتئوزید زنده ماندن سلول های PC12 آسیب دیده را نجات می دهد. در مقایسه با گروه مدل، درمان با اکتئوزید به طور قابل توجهی زنده ماندن سلول‌های PC12 آسیب‌دیده A را به روشی وابسته به دوز افزایش داد. PhGs و اکیناکوزید همچنین به طور قابل توجهی زنده ماندن سلول های PC12 آسیب دیده A را در تمام غلظت های آزمایش شده افزایش دادند (شکل 8A).

**P<0.05, vs.="" model="" group.="" aβ,="" â-amyloid="" peptide;="" phgs,="" phenylethanoid="" glycosides;="" ech,="" echinacoside;="" as,="">

در مقایسه با گروه مدل، اکتئوزید به طور قابل توجهی زنده ماندن سلول های PC12 تیمار شده با H2O2 را افزایش داد. PhG ها همچنین زنده ماندن سلول های PC12 تیمار شده با H2O2 را افزایش دادند، در حالی که این اثر در غلظت های 5 و 25 میکروگرم بر میلی لیتر معنی دار نبود (شکل 8B). علاوه بر این، اکیناکوزید زنده‌مانی سلولی را در 25 میکروگرم بر میلی‌لیتر افزایش داد.

در نتیجه، اکتئوزید، PhGs و اکیناکوزید اثرات محافظت عصبی قابل توجهی بر روی سلول‌های PC12 در معرض آسیب با A 1-42 یا H2O2 اعمال کردند.

بحث

استرس اکسیداتیو مکانیسم اصلی زیربنایی سمیت عصبی با واسطه A در AD است (11-13). بنابراین، هدف قرار دادن استرس اکسیداتیو ممکن است یک رویکرد برای درمان AD باشد. در مطالعه حاضر، یک مدل آزمایشگاهی AD شامل آسیب سلولی PC12 ناشی از A 1-42- و H2O2-با موفقیت ایجاد شد. نتایج آزمون‌های MTT، LDH و MDA نشان داد که PhGs زنده‌مانی سلولی را افزایش داده و انتشار LDH و MDA توسط سلول‌های PC12 آسیب دیده را کاهش می‌دهد. می توان نتیجه گرفت که PhG ها اثرات محافظت کننده عصبی قابل توجهی بر روی سلول های PC12 دارند.

به منظور کاهش اثرات خود PhGs بر رشد سلول PC12 و جلوگیری از تکثیر غیر طبیعی، دوز ایمن PhGs در یک سنجش غربالگری تعیین شد. نتایج نشان داد که PhG در سطوح 75، 100، 125، 150، 175 و 200 میکروگرم بر میلی لیتر اثر مهاری قابل توجهی بر روی سلول های PC12 داشتند (P<0.05,><0.01), while="" cell="" viability="" remained="">80 درصد در غلظت های 5، 25 و 50 میکروگرم بر میلی لیتر. بنابراین، PhG ها در غلظت های 5، 25 و 50 میکروگرم بر میلی لیتر برای سلول های PC12 بی خطر بودند.

آسیب ناشی از A {{0}} تحت تأثیر عوامل خاصی از جمله حلال، زمان جوجه کشی و کیفیت محصول قرار گرفت. در مطالعه حاضر، یک پپتید 1-42 در آب (100 میکروگرم بر میلی لیتر) حل شد و قبل از استفاده در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 4 روز در انکوباتور CO2 انکوبه شد. سلول‌های PC12 با A {7}} در غلظت‌های 0.5، 1، 1.5 و 2 میکرومولار تیمار شدند. نتایج نشان داد که با افزایش A 1-42 زنده‌مانی سلول کاهش یافت و زنده‌مانی<50% in="" the="" 1,="" 1.5,="" and="" 2="" µm="" aβ1-42="" injury="" groups.="" thus,="" treatment="" of="" pc12="" cells="" with="" 0.5="" µm="" aβ1-42="" for="" 48="" h="" was="" determined="" to="" be="" the="" optimal="" condition="" for="" establishing="" the="" ad="" model.="" aβ25-35="" has="" been="" commonly="" used="" to="" establish="" ad="" models="" due="" to="" its="" low="" cost="" and="" simple="" operation="" (27-29).="" the="" neurotoxicity="" of="" aβ1-42="" is="" significantly="" higher="" than="" that="" of="" aβ25-35,="" and="" aβ1-42="" is,="" therefore,="" the="" optimal="" aβ="" fragment="" for="" establishing="" an="" ad="" model="">

H2O2 یک اکسید کننده است و H2O2 بیش از حد ممکن است باعث آسیب اکسیداتیو و القای آپوپتوز سلولی شود (30). در مطالعه حاضر، سلول‌های PC12 با 25-500 میکرومولار H2O2 محلول در DMEM با یا بدون PBS تیمار شدند. نتایج نشان داد که H2O2 حل شده در DMEM بدون PBS باعث تکثیر غیر طبیعی سلول های PC12 می شود. بنابراین، تیمار سلول‌های PC12 با 25 میکرومولار H2O2 محلول در DMEM با PBS، شرایط بهینه برای ایجاد مدل AD بود. آسیب ناشی از 1-42-بیشتر از آسیب ناشی از H2O{18}}به دلیل پایداری ضعیف H2O2 و اثرات حلال بود.

هنگامی که سلول آسیب می بیند، نشت LDH به محیط کشت به طور قابل توجهی افزایش می یابد. شناخته شده است که ROS باعث تولید MDA می شود. بنابراین، محتوای MDA و LDH، میزان آسیب اکسیداتیو را منعکس می کند. در مطالعه حاضر، فعالیت LDH و MDA ناشی از آسیب با افزایش دوز PhGs کاهش یافت. این نتایج نشان داد که PhGs یک اثر محافظت کننده عصبی قابل توجهی بر روی سلول های PC12 دارد. سنجش MTT نشان داد که PhGها یک اثر محافظتی عصبی وابسته به دوز را روی سلول‌های PC12 نشان می‌دهند.

در نتیجه، یک مدل آزمایشگاهی AD شامل آسیب سلولی PC12 ناشی از 1-42- و H2O2-با موفقیت ایجاد شد. تیمار با PhG باعث افزایش زنده‌مانی سلولی و کاهش انتشار LDH و MDA توسط سلول‌های PC12 تیمار شده با A 1-42 یا H2O2 شد. PhGs اثر محافظتی عصبی قابل توجهی بر آسیب سلولی ناشی از 1-42- یا H2O{10}} داشت.

منابع

1. Qu M، Zhou Z، Xu S، Chen C، Yu Z، و Wang D: بیان بیش از حد مورتالین باعث کاهش سمیت عصبی ناشی از بتا آمیلوئید در سلول های SH-SY5Y می شود. Brain Res 1368: 336-345، 2011.

2. Uzun S، Kozumplik O، و Folnegović-Small V: زوال عقل آلزایمر: بررسی داده های فعلی. Collegium antropologicum 35: 1333-1337، 2011.

3. Brookmeyer R، Johnson E، Ziegler-Graham K و Arrighi HM: پیش بینی بار جهانی بیماری آلزایمر. آلزایمر و زوال عقل 3: 186-191، 2007.

4. Castellani RJ، Rolston RK و Smith MA: بیماری آلزایمر. Disease-a-month 56: 484-546، 2010.

5. Mattson MP: مسیرهای رسیدن به بیماری آلزایمر و دور شدن از آن. Nature 430: 631-639، 2004.

6. Gouras GK، Tsai J، Naslund J، و همکاران: تجمع درون عصبی A 42 در مغز انسان. مجله آمریکایی پاتولوژی 156: 15-20، 2000.

7. Shen C، Chen Y، Liu H، و همکاران: پراکسید هیدروژن تولید A را از طریق فعال‌سازی وابسته به JNK-سکرتاز افزایش می‌دهد. مجله شیمی بیولوژیکی 283: 17721-17730، 2008.

8. Shih PH و Wu CH، Yeh CT و Yen GC: اثرات محافظتی آنتوسیانین ها در برابر آسیب های ناشی از آمیلوئید پپتید در سلول های عصبی{7}}. مجله شیمی کشاورزی و مواد غذایی 59: 1683-1689، 2011.

9. Figueiredo CP، Bicca MA، Latini A، Prediger R، Medeiros R، و Calixto JB: اسید فولیک به علاوه توکوفرول سمیت عصبی ناشی از آمیلوئید را از طریق تعدیل فعالیت کمپلکس‌های میتوکندری کاهش می‌دهد. مجله بیماری آلزایمر: JAD 24: 61-75، 2010.

10. Dumont M، Lin MT و Beal MF: استراتژی های درمانی هدفمند میتوکندری و آنتی اکسیدان برای بیماری آلزایمر. مجله بیماری آلزایمر: JAD 20: S633، 2010.

11. Sonnen JA، Breitner JC، Lovell MA، Markesbery WR، Quinn JF و Montine TJ: آسیب ناشی از رادیکال های آزاد به مغز در بیماری آلزایمر و مدل های موش تراریخته آن. بیولوژی و پزشکی رادیکال آزاد 45: 219-230، 2008.

12. Lin MT و Beal MF: اختلال عملکرد میتوکندری و استرس اکسیداتیو در بیماری های نورودژنراتیو. Nature 443: 787-795، 2006.

13. Trushina E و McMurray C: استرس اکسیداتیو و اختلال عملکرد میتوکندری در بیماری های نورودژنراتیو. Neuroscience 145: 1233-1248، 2007.

14. Huang SH، Lin CM و Chiang BH: اثرات محافظتی عصاره گلپر Sinensis بر سمیت عصبی ناشی از آمیلوئید پپتید. فیتومدیسین 15: 710-721، 2008.

15. Burhans WC و Heintz NH: چرخه سلولی یک چرخه ردوکس است: پیوند دادن اهداف خاص فاز به سرنوشت سلول. بیولوژی و پزشکی رادیکال آزاد 47: 1282-1293، 2009.

16. Xue HY، Gao GZ، Lin QY، Jin LJ، و Xu YP: اثرات محافظتی aucubin بر آپوپتوز ناشی از HO در سلول های PC12. فیتوتراپی

18. Liu، Fx Wang، Xw Luo L، و Xin H، Na B و Wang Xf: اثرات گلیکوزیدهای سیستانچ بر یادگیری و حافظه در بیماری آلزایمر ناشی از پپتید بتا آمیلوئید در موش و مکانیسم احتمالی آن. بولتن دارویی چینی 22: 595، 2006.

19. Bao B، Tang X، Tian H، Tong Y، Wu W، و Hong Y: فعالیت آنتی اکسیدانی عصاره های زنده بیابانی Cistanche tubulosa (Schrenk) R. Wright Shanghai J Tradit Chin Med 44: 68-71، 2010 .

20. Jiang Y، Li S، Wang Y، Chen X و Tu P: تمایز سیستانچ‌های هربا با اثر انگشت با کروماتوگرافی مایع-دیود تشخیص آرایه طیف‌سنجی جرمی با کارایی بالا. Journal of Chromatography A 1216: 2156-2162، 2009.