کوئرستین وضعیت ردوکس میوکارد را در موش های مبتلا به دیابت نوع 2 بهبود می بخشد

برای اطلاعات بیشتر تماس بگیریدtina.xiang@wecistanche.com

هدف، واقعگرایانه. داده های در حال ظهور نشان می دهد کهاسترس اکسیداتیوارتباط نزدیکی با پاتوژنز بیماری قلبی عروقی در دیابت نوع 2 (T2DM) دارد. مطالعه حاضر با هدف بررسی تأثیر فراوان ترین فلاونوئید در رژیم غذایی انسان انجام شدکورستین(Q) در مورد وضعیت ردوکس میوکارد در موش‌های مبتلا به دیابت 2.

مواد و روش ها. T2DM در موش های صحرایی نر نژاد ویستار با یک رژیم غذایی پرکالری (به مدت 14 هفته) و دو تزریق استرپتوزوتوسین (25 میلی گرم بر کیلوگرم وزن بدن) در چهار هفته از جیره، یک بار در هفته به مدت دو هفته، القا شد. Q به مدت 8 هفته از روز هشتم پس از آخرین تزریق استرپتوزوتوسین به صورت داخل معده به صورت گاواژ در دوز 10 یا 50 میلی گرم بر کیلوگرم از وزن بدن تجویز شد. موش‌های کنترل بافر سیترات را دریافت کردند و هفت روز پس از آخرین تزریق STZ، سطح گلوکز پایه در همه حیوانات اندازه‌گیری شد.

نتایج. تجویز Q باعث افزایش حساسیت به انسولین در موش‌های دیابتی با اثر بارزتر در دوز 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم وزن بدن شد. به شیوه ای وابسته و عادی سازی فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدانی (سوپراکسید دیسموتاز، گلوتاتیون پراکسیداز، گلوتاتیون ردوکتاز) در میتوکندری قلبی مستقل از دوز مورد استفاده. علاوه بر این، Q در هر دو دوز از ایجاد استرس اکسیداتیو در موش‌های دیابتی T2 جلوگیری کردکاردیومیوسیت هابا کاهش فعالیت NADPH اکسیداز و گزانتین اکسیداز.

نتیجه گیری. یافته‌ها نشان می‌دهد که Q در هر دو دوز 10 میلی‌گرم بر کیلوگرم و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم می‌تواند از ایجاد استرس اکسیداتیو در کاردیومیوسیت‌ها در موش‌های دیابتی محافظت کند. داده های حاضر نشان می دهد که استفاده از Q ممکن است به بهبود خطر قلبی عروقی در بیماران مبتلا به دیابت T2 کمک کند.

کلید واژه ها: کوئرستین، دیابت نوع 2، کاردیومیوسیت، استرس اکسیداتیو

دیابتملیتوس (DM) یکی از اورژانس های بهداشتی جهانی است که سریع ترین رشد را در قرن بیست و یکم داشته است. طبق گزارش فدراسیون بین المللی دیابت، در سال 2019، 463 میلیون نفر در سراسر جهان به دیابت مبتلا بودند و این رقم تا سال 2045 به 700 میلیون نفر می رسد. دیابت با طیف گسترده ای از بیماری های قلبی عروقی مرتبط است که در مجموع خطر مرگ قلبی عروقی را تا 132 افزایش می دهد. درصد در افراد دیابتی در مقایسه با افراد بدون DM (اطلس دیابت IDF 2019).

DM شناخته شده است که باعث ایجاد تغییرات خاص در ساختار و عملکرد میوکارد مستقل از بیماری عروق کرونر یا فشار خون بالا می شود که معمولاً به عنوان کاردیومیوپاتی دیابتی (DCM) تعریف می شود. (لیو و همکاران 2014). همچنین مشخص شده است که اختلالات متابولیک در قلب در DCM (هیپرتروفی، التهاب، آپوپتوز، فیبروز) ارتباط نزدیکی با ایجاد استرس اکسیداتیو دارد (Kayama et al.2015).

گونه‌های اکسیژن فعال (ROS)، از جمله آنیون سوپراکسید، رادیکال هیدروکسیل و پراکسید هیدروژن، مولکول‌های سیگنال‌دهنده حیاتی هستند که نقش مهمی در فیزیولوژی قلب و بیماری دارند. هر دو منبع سیتوزولی، از جمله NADPH اکسیدازها (NOX)، گزانتین اکسیداز (XO)، سیکلواکسیژنازها و آنزیم های سیتوکروم P450 و منابع میتوکندریایی، مانند زنجیره تنفسی و مونوآمین اکسیدازها، به مخزن ROS داخل سلولی کمک می کنند. در شرایط فیزیولوژیکی، سیگنال‌دهی ROS قلبی، رشد قلب و بلوغ میوسیت‌های قلبی، کنترل کلسیم قلب، جفت شدن تحریک-انقباض و تون عروقی را تنظیم می‌کند. با این حال، شرایط پاتولوژیک تولید غیرقابل تنظیم ROS منجر به افزایش سطح ROS می شود که می تواند منجر بهاسترس اکسیداتیواز طریق آسیب اکسیداتیو DNA، پروتئین ها، و لیپیدها، و همچنین اختلال عملکرد میتوکندری و مرگ سلولی (Peoples et al. 2019). در واقع، تولید نامنظم ROS و استرس اکسیداتیو در بسیاری از بیماری‌های قلبی، از جمله کاردیومیوپاتی دیابتی نقش دارند (ریچی و آبل 2020).

تولید بیش از حد ROS توسط میتوکندری می تواند مستقیماً بر عملکرد انقباضی میوکارد با اصلاح اکسیداتیو آنزیم ها و کانال های یونی که در تنظیم چرخه تحریک-آرامش شرکت می کنند تأثیر بگذارد (Brown and Griendling 2015; Bai et al. 2016). ROS تکثیر کاردیومیوسیت ها را تحریک می کند و فیبروبلاست ها و متالوپروتئینازهای ماتریکس را فعال می کند که منجر به هیپرتروفی و ​​بازسازی میوکارد و در نتیجه ایجاد نارسایی قلبی می شود (DOria et al.2020). بنابراین، پیشنهاد می‌شود که اقدام دارویی با هدف کاهش تولید بیش از حد ROS ممکن است برای پیشگیری و اصلاح عوارض قلبی عروقی دیابتی مؤثر باشد.

در حال حاضر مشخص شده است که مصرف رژیم غذایی پلی فنول های طبیعی، به ویژه فلاونوئیدها، می تواند خطر ابتلا به دیابت و بیماری های قلبی عروقی را کاهش دهد و مکانیسم های محافظتی ممکن است نه تنها به اثرات آنتی اکسیدانی و ضد التهابی فلاونوئیدها وابسته باشد، بلکه شامل آنها نیز می شود. خواص مؤثر بر قند خون، استفاده از گلوکز و ترشح انسولین (قربانیت همکاران 2019؛ لوتز و همکاران 2019).

کوئرستین(Q;3،5،7،34-پنتاهیدروکسی فلاون) فراوان ترین فلاونوئید در رژیم غذایی انسان است. طیف گسترده ای از عملکردهای بیولوژیکی Q از جمله تأثیرات بر مسیرهای درگیر در التهاب، دیابت و بیماری های قلبی عروقی وجود دارد (زاهدی و همکاران 2013). چندین مطالعه مکانیسم اثرات ضد دیابتی Q را نشان داده اند، از جمله

کاهش پراکسیداسیون لیپیدی، افزایش فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدانی (مانند سوپراکسید دیسموتاز، SOD؛ گلوتاتیون پراکسیداز، GPX؛ کاتالاز، CAT)، کاهش جذب گلوکز در روده به دلیل غیرفعال شدن ناقل GLUT2 و دیگران (Shi et al.2019; صالحی و همکاران 2020). اثر محافظت قلبی Q بر تمایز یافتهکاردیومیوسیت هابه دلیل غیرفعال شدن مسیرهای سیگنالینگ پروتئین کیناز فعال شده با میتوژن و پروتئین کیناز B نیز نشان داده شده است (Daubney et al.2015).

تحقیقات آتی اختصاص داده شده به درک مکانیسم های عملکرد محافظتی قلبی در دیابت می تواند به بهبود مراقبت از دیابت کمک کند.

هدف از کار حاضر بررسی اثر کورستین بر وضعیت ردوکس کاردیومیوسیت‌ها در موش‌های صحرایی مبتلا به دیابت نوع 2 (T2DM) بود.

مواد و روش ها

مواد شیمیایی. تمام مواد شیمیایی مورد استفاده از کیفیت معرف تجزیه ای برخوردار بودند و از شرکت شیمیایی سیگما (St.Louis, MO, USA) خریداری شده بودند. کوئرستین توسط کارخانه شیمیایی-دارویی PJSCSICBorshchahivskiy (کیف، اوکراین) تهیه شد و حاوی حداقل 96.5 درصد از ماده فعال بود.

طراحی تجربی. مطالعه حاضر توسط کمیته اخلاق زیستی "انستیتو V. Dani-levsky برای مشکلات پاتولوژی غدد درون ریز آکادمی ملی علوم پزشکی اوکراین" (خارکف، اوکراین) تایید شد و مطابق با کنوانسیون اروپایی برای حفاظت از حیوانات مهره‌دار انجام شد. مورد استفاده برای مقاصد تجربی و علمی دیگر (استراسبورگ، 1986).

آزمایش ها بر روی 32 موش صحرایی نر نژاد ویستار (12-هفته ای، 200-230 گرم وزن بدن، وزن بدن) انجام شد که در قفس های پلکسی گلاس (3 حیوان در هر قفس) در دمای 1±22 نگهداری شدند. درجه سانتی گراد در یک چرخه ثابت 12-ساعت نور/تاریکی.

مدل حیوانی T2DM ناشی از یک رژیم غذایی پرکالری همراه با چندین تزریق استرپتوزوتوسین با دوز پایین (STZ) استفاده شد. این مدل توسعه دو ویژگی اصلی T2DM را ارائه می دهد: رژیم غذایی با کالری بالا مقاومت به انسولین را آغاز می کند و STZ با دوز پایین باعث ایجاد اختلال خفیف در ترشح انسولین می شود. بنابراین، این مدل تاریخچه طبیعی رویدادهای بیماری (از مقاومت به انسولین تا اختلال عملکرد سلولی) و همچنین ویژگی‌های متابولیکی T2DM انسانی را تقلید می‌کند (Skovso 2014).

موش‌های سالم کنترل (n=8) به مدت 14 هفته با یک رژیم غذایی استاندارد تغذیه شدند. موش‌های آزمایشگاهی (n=24) به مدت 14 هفته با رژیم غذایی پرکالری حاوی 15 درصد گوشت خوک، 25 درصد ساکارز، 1 درصد نمک‌های صفراوی و 59 درصد غذای استاندارد تغذیه شدند. حیوانات دسترسی آزاد به آب داشتند. در چهار هفته، موش‌های آزمایشگاهی به‌صورت داخل صفاقی (25 میلی‌گرم/کیلوگرم وزن بدن) STZ یک بار در هفته به مدت دو هفته تزریق شدند (لین و همکاران 2010). آخرین تزریق STZ، گلوکز پایه در همه حیوانات اندازه‌گیری شد و موش‌های آزمایشگاهی به سه گروه تقسیم شدند: موش‌های دیابتی درمان نشده (دیابت، n=8) و موش‌های دیابتی تحت درمان با Qin با دوز 10 میلی‌گرم بر کیلوگرم وزن بدن (دیابت) به علاوه Q10، n=8) یا 50 میلی گرم بر کیلوگرم وزن بدن (دیابت به اضافه Q50، n=8) یک بار در روز به صورت داخل معده با گاواژ به مدت 8 هفته پس از القای دیابت. موش های دیابتی درمان نشده وسایل نقلیه را با همان طرح دریافت کردند .

حیوانات طبق پروتکل کمیته اخلاق قربانی شدند.

اندازه گیری هموستاز گلوکز. تست تحمل انسولین داخل صفاقی (IPITT) در موش های صحرایی روزه دار یک شبه انجام شد. غلظت گلوکز خون ابتدا در شرایط پایه ({{0}} دقیقه) اندازه‌گیری شد، سپس به حیوانات آنی داده شد. پ. تزریق انسولین 0.25 واحد بر کیلوگرم وزن بدن (Actrapid، Novo Nordisk، Agsvaerd، دانمارک) به دنبال تزریق داخل صفاقی گلوکز (2 گرم بر کیلوگرم) (Bowe et al.2014). پس از آن، سطح گلوکز خون دم با استفاده از یک آنالایزر گلوکز Eksan-G (شرکت سهامی شرکت آنالیتا، ویلنیوس، جمهوری لیتوانی) در 15، 30، 60، 90، و 120 دقیقه پس از بار گلوکز اندازه‌گیری شد.

جداسازی میتوکندری. میتوکندری ها با روش های معمولی جدا شدند. قلب موش صحرایی تازه جدا شده در محیطی حاوی {{0}}. 18 مولار KCl، 10 میلی مولار EDTA، 0.5 درصد آلبومین سرم گاوی (BSA)، 10 میلی مولار HEPES، pH7.4 همگن شد. هسته با دو بار سانتریفیوژ در 500 گرم (10 دقیقه در 4 درجه). میتوکندری ها از مایع رویی در 10000 گرم (15 دقیقه در دمای 4 درجه) پلت شده و در بافر ایزوله مجدداً معلق شدند.

فراکشن های رویی پس از میتوکندری برای تعیین فعالیت های XO و NOX استفاده شد. برای حذف EDTA و آلبومین، گلوله‌های میتوکندری در 000 گرم (15 دقیقه، 4 درجه) سانتریفیوژ شدند و دو بار در بافر شستشو حاوی 0.18 مولار KCl و 10 میلی‌مول HEPES (pH7.4) معلق شدند (DiLisa et al.1994) .

اسپکتروفتومتری. تمام اسپکتروفتومتری با استفاده از اسپکتروفتومتر UV-VIS دو پرتو Shimadzu UV-1800 (شرکت شیمادزو، کیوتو، ژاپن) انجام شد.

اندازه گیری محصولات پروتئین اکسیداسیون پیشرفته (AOPP). تعیین سطوح AOPP با روش اصلاح شده Witko-Sarsat و همکاران (Sagor et al.2{2}}15) انجام شد. میتوکندری قلب ({4}}.2 میلی گرم پروتئین) با 1/0 درصد Triton-X100 تیمار شد و در محلول PBS (pH7.4) رقیق شد. KI (16/1 مولار) به محیط سنجش اضافه شد و 2 دقیقه بعد به دنبال آن قرار گرفت. با افزودن اسید استیک یخچالی. جذب مخلوط واکنش بلافاصله در طول موج 340 نانومتر در برابر قسمت خالی خوانده شد. غلظت AOPP به عنوان پروتئین T/mg کلرامین معادل نانومول بیان شد.

اندازه گیری فعالیت آنزیم. فعالیت NOX به عنوان تولید O2 وابسته به NADPH توسط بخش رویی پس از میتوکندری با استفاده از کاهش فریسیتوکروم c قابل مهار با SOD مورد بررسی قرار گرفت (لی و همکاران 2002). بخش پست میتوکندریایی هموژنات قلب (1 میلی‌گرم پروتئین) با 10 میلی‌مولار Tris-HCl (pH7.8)، 500 میکرومولار سیتوکروم c، 100 میکرومولار NADPH تکمیل شد، در دمای 37 درجه سانتی‌گراد به مدت 30 دقیقه با یا بدون 200 U/ml SOD انکوبه شد. کاهش سیتوکروم با خواندن جذب در 550 نانومتر ({15}} میلی‌مولار-1 سانتی‌متر) اندازه‌گیری شد.

فعالیت XO در محلول PBS متعادل شده با هوا (pH7.4) که حاوی بخش پست میتوکندریایی از هموژنه قلب (1 میلی گرم پروتئین) در 37 درجه پس از افزودن گزانتین (غلظت نهایی 360 میکرومولار) با اندازه‌گیری تولید اسید اوریک از تغییر اندازه‌گیری شد. در جذب در 295 نانومتر (e=9500M-'cm-') (Lee et al.2014).

فعالیت Mn-SOD در سوسپانسیون میتوکندری با مهار کاهش نیتروبلو تترازولیوم (NBT) ناشی از سیستم گزانتین-XO به عنوان مولد O2 شناسایی شد و جذب در نهایت در 56{5}} نانومتر تعیین شد. مخلوط واکنش حاوی میتوکندری قلب (0.02 میلی‌گرم پروتئین)،{13}}.05 مولار بافر کربنات (pH10.2)، 0.1 میلی‌مولار EDTA، 0.1 میلی‌مولار گزانتین، 25 میکرومولار NBT، 1 بود. mU/ml XO. نتایج در واحدهای دلخواه (au) از فعالیت SOD در هر میلی گرم پروتئین بیان شد. One aume به معنی مقدار آنزیمی است که باعث مهار 50 درصدی نرخ کاهش NBT می شود (وانگ و همکاران 2018).

فعالیت گلوتاتیون ردوکتاز (GR) با ردیابی اکسیداسیون NADPH در 34{1}} نانومتر در واکنش کاهش اکسید شده گلوتاتیون (GSSG) اندازه‌گیری شد. برای انجام واکنش، میتوکندری های قلب ({9}}.1 میلی گرم پروتئین) به مدت 1{13}} دقیقه در دمای 37 درجه در بافر سنجش حاوی 20 میلی مولار Tris-HCl (pH7.4) 0.25 انکوبه شدند. mM EDTA، 10 میکرومولار FAD، 3 میلی‌مولار GSSG و 0.1 میلی‌مولار NADPH (رازا و جان 2004).

تخمین فعالیت GPX بر اساس توانایی آنزیم برای کاتالیز تجزیه هیدروپراکسید ترت بوتیل با استفاده از گلوتاتیون کاهش یافته (GSH) به عنوان یک سوبسترا انجام شد. مخلوط واکنش (pH7.0) حاوی میتوکندری قلب (0.1 میلی‌گرم پروتئین)، 0.56 میلی‌مولار NADPH، 1.0 U/ml GR، 7.5 میلی‌مولار سدیم بود. آزید، 5 میلی‌مولار GSH، 5 میلی‌مولار EDTA و بافر فسفات 0.05 مولار 0. ترت بوتیل هیدروپراکسید (23 میلی مولار) برای شروع واکنش اضافه شد. سرعت تشکیل GSSG با واکنش GR از کاهش جذب پروب ها در 340 نانومتر تعیین شد (Antunes et al.2002).

اندازه گیری میزان پروتئین در نمونه ها. پروتئین میتوکندری با روش Lowry اصلاح شده توسط Miller، با BSA به عنوان استاندارد تعیین شد (Lowry et al.1951; Miller 1959).

تحلیل آماری. داده ها به صورت میانگین ± خطای استاندارد میانگین (SEM) ارائه می شوند. برای آزمون نرمال بودن توزیع داده ها از آزمون Shapiro-Wilk استفاده شد. برای مقایسه‌های چندگانه داده‌ها با توزیع نرمال، تحلیل واریانس یک‌طرفه پارامتری (ANOVA) انجام شد و از روش Student-Newman-Keuls برای آزمون تفاوت میانگین‌ها استفاده شد. مقادیر از نظر آماری معنی دار در p<>

نتایج

ما نشان دادیم که سطح گلوکز پایه در موش‌های تغذیه شده با رژیم غذایی پرکالری و تزریق STZ به طور قابل‌توجهی بیشتر از گروه کنترل بود (جدول 1). در حیوانات دیابتی سه برابر بزرگتر از حیوانات شاهد (جدول 1، شکل 1) این داده ها ایجاد کمبود نسبی انسولین و مقاومت به انسولین را در موش های آزمایشگاهی تایید می کند.

تجویز Q تاثیر معنی داری بر هیپرگلیسمی پایه حیوانات دیابتی نداشت. با این حال، Q بر حساسیت به انسولین در موش‌های مبتلا به دیابت دوز به روشی وابسته به دوز تأثیر گذاشت، و در گروه آزمایشی که 10 میلی‌گرم بر کیلوگرم دارو دریافت می‌کردند، AUC IPITT را 27 درصد کاهش داد و در گروهی که 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم کیو را دریافت کرد، 41 درصد را کاهش داد. به حیوانات دریافت کننده وسیله نقلیه (جدول 1، شکل 1).

سطح AOPP در میتوکندری قلب موش های آزمایشگاهی تا 66 درصد افزایش یافت که نشان دهنده ایجاد استرس اکسیداتیو در T2DM بود (شکل 2). تجویز بسته به کاهش تجمع AOPP در قلب حیوانات دیابتی منجر شدبر روی دوز دارو در گروه آزمایشی دریافت کننده 50 میلی گرم بر کیلوگرم کیو، غلظت AOPP تا سطح گروه کنترل کاهش یافت که نشان دهنده خواص آنتی اکسیدانی Q است (شکل 2).

همانطور که در شکل 3 مشاهده می شود، استرس اکسیداتیو در میتوکندری قلب موش های صحرایی مبتلا به T2DM با فعالیت القایی آنزیم های آنتی اکسیدانی -Mn-SOD، GPO و GR همراه بود. تجویز Q در هر دو دوز فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدانی مورد مطالعه در حیوانات دیابتی را تا سطح گروه کنترل عادی کرد (شکل 3).

مشخص شد که T2DM با افزایش 65 و 52 درصدی فعالیت‌های NOX و XO، دو منبع سیتوزولی اولیه O2 در قلب، به ترتیب در بخش پست میتوکندری هموژن قلب موش‌های آزمایشگاهی مرتبط است (شکل 4). استفاده از Q منجر به عادی سازی فعالیت های NOX و XO در قلب حیوانات دیابتی مستقل از دوز شد (شکل 4).

بحث

در حال حاضر، استرس اکسیداتیو که به عنوان افزایش مداوم رادیکال‌های آزاد به دلیل عدم تعادل در تولید و استفاده از آنها تعریف می‌شود، یک مکانیسم جهانی است که مسیرهای پاتوژنتیک مختلف عوارض قلبی عروقی دیابتی را ترکیب می‌کند (Huynh et al.2014).

استرس اکسیداتیو ناشی از هیپرگلیسمی نقش اصلی را در پاتوژنز T2DM ایفا می کند (شاه و براونلی 2016). ویژگی اصلی پاتولوژیک T2DM کاهش ترشح انسولین و کاهش حساسیت به هورمون در بافت های محیطی است. در مرحله اول مطالعه ما، مقاومت به انسولین در موش‌ها با استفاده از رژیم غذایی پرکالری مدل‌سازی شد. در طول چهار هفته، موش‌ها رژیم غذایی پرکالری دریافت کردند. پ. تزریق با STZ باعث ایجاد کمبود نسبی انسولین می شود. سطوح بالا از گلیسمی پایه و افزایش AUC در IPITT نشان دهنده ایجاد کمبود انسولین و مقاومت به انسولین در حیوانات مدل است.

تجويز Q بر سطوح هيپرگليسمي پايه موش هاي ديابتي تاثيري نداشت، اما حساسيت به انسولين را به صورت وابسته به دوز بهبود بخشيد. نتایج با داده های سایر مطالعات در مورد توانایی Q در کاهش مقاومت به انسولین مطابقت دارد (Shi et al. 2019). Q استفاده از گلوکز را در بافت های محیطی افزایش می دهد و تولید گلوکز کبدی را کاهش می دهد. گزارش شده است که فلاونوئید یک مکانیسم مستقل از انسولین شامل پروتئین کیناز وابسته به AMP را فعال می کند، که انتقال گلوکز GLUT4 را به غشای پلاسمایی عضله اسکلتی تحریک می کند و آنزیم های کلیدی گلوکونئوژنز در کبد (فسفونول-پیروات کربوکسی کیناز و کربوکسی کیناز) را کاهش می دهد. 6}}فسفاتاز) (عید و حداد 2017). بهبود حساسیت به انسولین توسط Q همچنین ممکن است به دلیل توانایی آن در افزایش بیان آدیپونکتین در بافت چربی سفید مستقل از بیان گیرنده های فعال شده توسط پراکسی زوم باشد (Wein et al. 2010).

اثر ضد دیابتی Q را نیز می توان با کاهش جذب گلوکز در روده از طریق غیرفعال کردن ناقل گلوکز GLUT2 (Gaueret al.2018) و مهار فعالیت گلوکوزیدازهای روده (Pereira et al. 2011) متوجه شد. علاوه بر این، نشان داده شده است که Q آنزیم 1L-هیدروکسی استروئید دهیدروژناز{6}} را مهار می کند، که با تأثیرگذاری بر عملکرد هورمون های گلوکوکورتیکوئیدی در کبد، بافت چربی و پانکراس، نقش کلیدی در ایجاد چاقی و دیابت دیابت دارد. -سلول ها (Torres-Piedra et al.2010).

فرض بر این است که هم توسعه و هم پیشرفت عوارض دیابت به دلیل افزایش تولید ROS است (کایاما و همکاران 2015). در قلب، ROS توسط زنجیره انتقال الکترون میتوکندری (ETC)، NOX و XO (Tsutsui) تولید می شود. و همکاران 2011). می توان استدلال کرد که میتوکندری ها عامل اصلی استرس اکسیداتیو در T2DM هستند (شاه و براونلی 2016). ایجاد استرس اکسیداتیو در میتوکندری با اختلال در مسیرهای سیگنالینگ حساس به ردوکس، کاهش فسفوریلاسیون اکسیداتیو و تولید ATP، آسیب DNA میتوکندری، و در نتیجه، افزایش بیشتر در تولید ROS همراه است. در نتیجه، آبشار بیماریزای رویدادهای مولکولی، که خود را تقویت می‌کند، منجر به راه‌اندازی مسیرهای سیگنالینگ پرواپوپتوز و مرگ سلولی می‌شود. با توجه به اهمیت میتوکندری ها در متابولیسم سلولی، اختلال در عملکرد آنها ممکن است منجر به بیماری های مختلفی از جمله آسیب شناسی قلبی عروقی شود. اختلال عملکرد میتوکندری در بیماران مبتلا به بیماری عروق کرونر قلب، کاردیومیوپاتی، نارسایی قلبی، سکته مغزی و دیابت دیابت (Bai et al.2016) رخ می دهد.

در مطالعه ما، ایجاد استرس اکسیداتیو در میتوکندری قلب موش های دیابتی با تجمع AOPP مشهود است. غلظت AOPP یک نشانگر نسبتا جدید از استرس اکسیداتیو است که وضعیت کلی اکسیداسیون و کاهش پروتئین ها را در سلول ها و بافت ها منعکس می کند. گزارش شده است که AOPP در بیماران مبتلا به دیابت، بیماری های قلبی عروقی، فشار خون بالا، آترواسکلروز (Conti et al.2019) افزایش می یابد و سطح آن با مقاومت به انسولین و وجود عوارض شدید دیابت مرتبط است (Gradinaru et al. 2013; Taylor et al. 2015). تغییرات پروتئین اکسیداتیو نقش کلیدی در ایجاد اختلال عملکرد میوکارد دیابتی دارد. تغییرات ردوکس ساختارهای پروتئین ممکن است منجر به تفکیک زیر واحدهای کاتالیزوری آنزیم ها، باز شدن، تجمع یا تکه تکه شدن پروتئین های دخیل در انقباض، جفت شدن تحریک-انقباض، تاخوردگی پروتئین، دفاع آنتی اکسیدانی، متابولیسم و ​​جابجایی Ca2* در قلب دیابتی شود (Varga) و همکاران 2015). همچنین مشخص شده است که AOPP سیگنال دهی پرواپوپتوتیک را در کاردیومیوسیت ها ایجاد می کند که منجر به ایجاد DCM می شود (Zhang et al.2016).

در حیوانات تحت درمان با Q در دوز 10 میلی گرم بر کیلوگرم، کاهش قابل توجهی از AOPP در میتوکندری قلب مشاهده شد، در حالی که دوز 50 میلی گرم بر کیلوگرم Q این نشانگر را در مقایسه با موش هایی که وسیله نقلیه دریافت کردند، کاملاً نرمال کرد.

اثر آنتی اکسیدانی Q در میتوکندری ممکن است شامل چندین مکانیسم اصلی باشد. فلاونوئیدها به دلیل پیکربندی هیدروکسیل حلقه B در ساختار، توانایی حذف ROS را دارند (Kumar and Pandey 2013). مهار مستقیم O، تولید شده در مجتمع میتوکندری II ETC در میتوکندری قلب جدا شده موش صحرایی برای Q نشان داده شده است (Dudy-lina et al. 2019). علاوه بر این، فلاونوئیدها می توانند تشکیل ROS در میتوکندری را از طریق مهار کمپلکس I و III ETC کاهش دهند. مهار Q از فعالیت کمپلکس I به طور قابل توجهی باعث کاهش تولید H2O2 در میتوکندری قلب جدا شده موش صحرایی شد (Lagoa et al.2011). علاوه بر این، کاهش تولید ROS میتوکندری توسط فلاونوئیدها با خواص جداسازی جزئی، به ویژه در میتوکندری قلبی مرتبط است (Bernatoniene et al.2014). علاوه بر این، فلاونوئیدها نشان داده اند که بیوژنز میتوکندری را از طریق القای فعال کننده رونویسی PGC-la و تنظیم کننده بالادست آن SIRT1 تحریک می کنند. دومی منجر به تحریک یک سری از فاکتورهای رونویسی (NRF1، NRF2، و مرتبط با استروژن-a) می شود که در تنظیم متابولیسم انرژی و حفظ هموستاز در میتوکندری نقش دارند (Kicinska and Jarmuszkiewicz 2020).

در نتیجه آزمایش ما، افزایش استرس اکسیداتیو در میتوکندری قلب موش‌های دیابتی با القای فعالیت آنزیم‌های آنتی اکسیدانی Mn-SOD، GPO و GR همراه بود. به خوبی ثابت شده است که یک مکانیسم اصلی در دفاع سلولی در برابر استرس اکسیداتیو فعال کردن مسیر سیگنالینگ وابسته به Keapl/Nrf{2}} است که بیان ژن‌هایی را که محصولات پروتئینی آن‌ها در سم‌زدایی و حذف نقش دارند کنترل می‌کند. اکسیدان های واکنشی (Nguyen et al. 2009). در این راستا، القای مشاهده شده آنزیم های آنتی اکسیدانی در قلب حیوانات آزمایشگاهی، اجرای بازخورد منفی با هدف حفظ هموستاز ردوکس است.

تجویز Q در هر دو دوز منجر به کاهش فعالیت Mn-SOD، GPO، و GR در میتوکندری قلبی حیوانات تجربی به مقادیری که از نظر آماری نسبت به گروه کنترل بی‌تفاوت بود، شد. اگرچه Q به عنوان القا کننده فعالیت آنزیم های فوق شناخته شده است (Shi et al.2019)، نتایج ما نشان می دهد که اثر آنتی اکسیدانی Q در کاردیومیوسیت ها در T2DM بیشتر با توانایی آن در جلوگیری از تولید بیش از حد ROS و در نتیجه توسعه اختلال عملکرد میتوکندری، از تحریک سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی. قبلاً نشان داده شده بود که استفاده از Q ظرفیت اکسیداتیو میتوکندری و فعالیت برخی از آنزیم‌های چرخه کربس را در قلب موش‌های مبتلا به T2DM افزایش می‌دهد (Gorbenko et al.2019).

همانطور که در بالا ذکر شد، میتوکندری ها منبع اصلی، اما نه تنها منبع ROS در کاردیومیوسیت ها هستند. دومین عامل مهم در ایجاد استرس اکسیداتیو در قلب دیابتی NOX است که NOX2 و NOX4 ایزوفرم های اصلی میوکارد هستند. وظیفه اصلی NOX تولید ROS است. NOX2 در غشای پلاسمایی موضعی است و در سیگنال دهی ردوکس داخل سلولی گیرنده آنژیوتانسین II و سایرین شرکت می کند، در حالی که NOX4 به ویژه دارای یک سیگنال محلی سازی میتوکندری است و فعالیت سازنده ای از خود نشان می دهد (Cave et al. 2005). نشان داده شده است که انکوباسیون کاردیومیوسیت‌های موش صحرایی با پروتئین‌های گلیکوز شده اولیه، تولید ROS را از طریق فعال‌سازی وابسته به پروتئین کیناز C(PKC) NOX2 تحریک می‌کند (ژانگ و همکاران 2006). علاوه بر این، هیپرتروفی قلبی، فیبروز و آپوپتوز با تنظیم مثبت NOX2 در قلب موش‌های مبتلا به دیابت نوع 1 و نوع 2 مرتبط است (ریچی و همکاران 2007؛ Huynh و همکاران 2013). یک منبع اضافی از ROS در کاردیومیوسیت ها XO است که اکسیداسیون هیپوگزانتین و گزانتین را به اسید اوریک با استفاده از O به عنوان گیرنده الکترون کاتالیز می کند و در این فرآیند O و H2O2 تولید می کند. اگرچه سهم واکنش XO در ایجاد استرس اکسیداتیو در دیابت به اندازه کافی مورد مطالعه قرار نگرفته است، اما نشان داده شد که مهارکننده‌های XO اختلال عملکرد قلبی عروقی را در مدل نارسایی قلبی ناشی از ضربان‌سازی بهبود می‌بخشند (Amado et al. 2005). در مطالعه ما، T2DM منجر به افزایش قابل توجهی در فعالیت های NOX و XO در قلب موش های آزمایشگاهی شد. در همان زمان، تجویز Q به طور مستقل از دوز، فعالیت آنزیم ها را عادی می کند. تا به امروز، چندین مطالعه توانایی Q را در مهار فعالیت NOX با کاهش بیان زیر واحدهای آن و جلوگیری از فعال شدن آن از طریق محرک‌های خارج سلولی نشان داده‌اند. مکانیسم دوم را می توان با کاهش فسفوریلاسیون زیرواحد تنظیمی p47phox به دلیل اثر مهاری فلاونوئیدها بر PKC تحقق بخشید (Redondo et al.2012; Jimenez et al. 2015). علاوه بر این، O و متابولیت‌های آن به‌طور انتخابی مانع از فعالیت XO می‌شوند و ساختار سه حلقه‌ای مزدوج را با محل فعال و برهمکنش‌های پیوند هیدروژنی خاص با باقی‌مانده‌های مرتبط کاتالیزوری آنزیم را تشکیل می‌دهند (Taka-Hama et al. 201l؛ کائو و همکاران 2014).

به طور خلاصه، مطالعه ما نشان داد که Q به روشی وابسته به دوز، اکسیداسیون رادیکال آزاد را در میتوکندری میوکارد موش‌های مبتلا به T2DM کاهش می‌دهد، بنابراین تشکیل AOPP را محدود می‌کند. علاوه بر این، Q در دوز 10 میلی‌گرم بر کیلوگرم و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم از ایجاد استرس اکسیداتیو در قلب موش‌های دیابتی با کاهش فعالیت‌های NOX و XO جلوگیری کرد. داده های به دست آمده نشان می دهد که استفاده از Q ممکن است به بهبود خطر قلبی عروقی در دیابت T2 کمک کند.